پیوندهای هیدروژنی بین مولکولی بین 1،4- بنزوکوینون ها و مولکول های HF: اثرات هم افزایی، پتانسیل‌های کاهش (احیاء) و الکترون خواهی

Intermolecular hydrogen bonds between 1,4-benzoquinones and HF molecule: Synergetic effects, reduction potentials and electron affinities

Abstract

Some biological activities of quinones can be attributed to the H-bonding ability of acceptor oxygen atoms. According to the results obtained from the quantum mechanical calculations performed on a wide variety of complexes between the 1,4-benzoquinone (BQ) derivatives and HF molecules, the interplay between H-bonds and individual H-bond interaction energies (EHB) can be affected by the substituents placed on the six-membered ring of BQ. The total binding energies of complexes become more negative by the electron donating substituents (EDSs) while the changes are reversed by the electron withdrawing substituents (EWSs). The mutual interplay between the X-BQ∙∙∙)HF)n (n= 1-3) interactions has been investigated using the geometrical parameters, synergetic energies (SE) and the EHB values. Hydrogen bonding decreases the reduction potentials (E0 red) and increases the electron affinities (EA) of X-BQ derivatives. Linear relationships have been observed between the E 0 red (and EA) values and the Hammett constants of substituents.

1. Introduction

The quinone compounds are important in a wide variety of biological processes, such as cellular respiration, photosynthesis, blood coagulation, and tumor growth [1-4]. The quinone family, including anthraquinone, napthoquinone and benzoquinone, can readily be converted to the hydroquinone anion, via reaction with a hydride anion in a reversible process. They are also capable to accept one or two electrons to form a radical anion (Q •¯ ) or hydroquinone dianion (Q2−). So, they can inhibit the growth of tumors due to the high electron affinities and low redox potentials [5-7]. In addition to biological activity [8-10], the electron-accepting ability of quinones has a very important role in the organic and inorganic syntheses [11-16]. Benzoquinone derivatives have been specified as electron and proton carriers in photosynthetic and respiratory electron transport chains and as a redox component in the regulation of mitochondrial electron transport [17-22]. These act as primary and secondary electron acceptors in photosynthetic centers [23]. It has been shown that the hydrogen bond formation has an important effect on the structure and activity of quinone compounds in the biological systems [24-27]. The effects of molecular structure and environment on the equilibrium of electron transfer coupled with the H-bonding were obtained from investigation on the reduction potential of quinone systems [28]. The role of each H-bond can be modified by other H-bonds in many chemical and biological systems [29-31]. Recently, the interplay between two or more important non-covalent interactions has been studied in different systems experimentally and theoretically [9,19-33]. Investigation of this effect can be helpful for understanding many biological processes such as binding a drug to the active site of protein. 1,4-benzoquinone (BQ) derivatives are frequently used in many of drug structures. These compounds with four lone pairs of electrons on two oxygen atoms can potentially contribute in four H-bonds as acceptor. The study of synergetic effects can give valuable insights to drug designers when several H-bonds coexist in the BQ complexes. In this work, the active sites of BQ and its derivatives (X-BQ) were investigated by the quantum mechanical calculations on the quinones and hydrogen bonded complexes illustrated in Scheme 1. The HF molecule is small with one H bond donor, so the O∙∙∙HF interactions can be studied without additional unsuitable interactions. On the other hand, high electronegativity of F atom makes the mentioned H-bond interaction suitably strong. As can be seen, D1-D3 are binary complexes, T4-T6 are ternary complexes and Q7 is a quaternary complex. Comparison between the results of calculations obtained for three categories of complexes can be used to investigate the synergetic effects of interactions, the effect of each interaction on the electronic properties of remaining active sites, and the effects of substituents on the active sites of BQ skeleton.

مقاله انگلیسی رایگان

ترجمه فارسی رایگان 

بخشی از ترجمه فارسی مقاله:

چکیده
. سطح متیلاسیون و الگوی اثر آن بر پیکر بندی دوباره کروماتین مورد تجزیه و تحلیل قرار گرفت اندام به طور فعال در حال رشد، در کوتاه مدت (6 ساعت) و بلند مدت (2 د 4 د) بلند و کم (10 میلی متر) و بالا (50 میلیمتر) دوز سی دی، از طریق یک روش پلی مورفیسم تقویت متیلاسیون حساس و رویکرد، بود. بیان یک عضو از خانواده، متیل،
همچنین توسط QRT-PCR مورد بررسی قرار گرفت. انتقال الکترونی فراساختار کروماتین هسته ای توسط میکروسکوپ مافوق هسته ای مورد بررسی قرار گرفت.
مقدمه
پایه و اساس زندگی بر روی زمین فتوسنتز فراهم می کند با تبدیل انرژی موجود در فوتون از نور خورشید به مواد شیمیایی انرژی است که به عنوان کاهش کربن به صورت کربوهیدرات های ذخیره شده، پروتئین و چربی است.
. علاوه بر این، این عمل با جدا کردن کربن دی اکسید از و انتشار اکسیژن را به اتمسفر ، در نتیجه تعریف جو و رانندگی چرخه کربن جهانی است.بیش از ده ها هزار سال ، رشد مداوم ازجمعیت روی کره زمین عمدتا توسط رانده شداهلی و تولید به طور فزاینده ای کارآمد از محصولات ،به طور خاص، در طول دو قرن گذشته است. با سرعت در حال کاهش ذخایر فسیلی نفت ، زغال سنگ و گاز طبیعی، بهره وری در حال حاضر کارخانه می شود به طور فزاینده ای به عنوان منبع انرژی مهم بلکه به عنوان یک کالا برای استفاده های صنعتی . قرعه کشی افزایش در محصولات گیاهی برای غذا و خوراک و میزان افزایش زیست توده گیاهی است که به سوخت و محصولات صنعتی تبدیل ، همراه با رشد مداوم جمعیت های انسانی ،رشد آینده را تهدید می کند . از سال 1961 تا 2012، جمعیت انسانی بیش از دو برابر از حدود 3000000000-7000000000 مردم و افزایش بیشتر به 9.3 میلیارد دلار برای پیش بینی سال 2050 (منبع: FAOSTAT). در طول این زمان، مقدار از زمین های زراعی برای تولید محصول باقی مانده است تقریبا مسطح، به این معنی که زمین های زراعی سرانه در حال کاهش داده های ارائه شده در. استنتاج حدسی روند مشاهده شده در طول 50 سال گذشته به آینده، تا سال 2050. این می شود از آشکار است که فاصله بین کل گندم زار که موجود است و این منطقه از گندم زار سرانه باز است، که بدان معنی است که زمین کمتر و کمتر قابل کشت است که به دسترس برای است هر فرد در این سیاره در آینده است. این روند همچنین نشان داده شده است درنشان می دهد که تنها معادل 25 درصد از مساحت یک زمین فوتبال سرانه در سال 2050در دسترس برای تولید محصول خواهد بود
نکته مهم، این حالات را برای گندم زار از دست رفته به حساب به فرسایش، شوری، رشد شهری و سایر عوامل تشدید،
مانند تغییر الگوی مصرف گوشت و در نتیجه به احتمال زیاد نشان دهنده یک چشم انداز خوش بینانه.
صرف نظر از میزان کاهش از گندم زار است که در دسترس سرانه، با توجه به انقلاب سبز، تولید کالری مواد غذایی در روز و فرد به طور پیوسته افزایش یافته است حدود 1.3 برابر از 2200 کیلو کالری در روز، 1 سرانه-1-2794 کیلوکالری D-1 سرانه-1 بین سال های 1961 و 2007 (شکل 3). این یک اصلی دست آورد، با توجه به اینکه جمعیت انسانی رشد کرده است در طول این مدت زمان 2.2-برابر شده است. با این حال، این موفقیت در آمد هزینه – افزایش 2.2 برابر در کالری مواد غذایی موجود سرانه که در طول 50 سال گذشته به دست آمده است که با وجود افزایش 7.3 برابر در مقدار کود نیتروژن دار استفاده شود (شکل 3) و ورودی بیش از 3 برابر بالاتر از فسفات (داده ها: FAOSTAT) که شده است، ورودی مورد نیاز برای رسیدن به بازده بالاتر است پیشی خروجی در بهره وری محصولات کشاورزی، که به وضوح غیر قابل تحمل است در اواسط تا مدت طولانی است. به طور خاص، فسفات، این روند موجب نگرانی ویژه ای از سهام این mineable منابع محدود هستند و در نهایت تخلیه شود (Elser و بنت، 2011).

در مجموع این داده ها و روند به وضوح برجسته نیاز برای تولید محصولات بیشتر کارخانه با ورودی پایین تر از منابع. اصلاح نباتات سنتی موفق به نگه داشتن با خواسته های رو به رشد تا به امروز. این، با این حال، نیاز به گسترده افزایش در ورودی از منابع، مانند مواد معدنی و آب. برای آینده، پارادایم های جدید برای نیاز بهبود گیاهان زراعی است که از عهده بهره وری بالاتر است. به علاوه بر این، استراتژی باید توسعه یافته است که در کاهش قرعه کشی از محصولات زراعی به عنوان منبع انرژی یا کالا های صنعتی اهداف. این ممکن است توسط مهندسی ظرفیت تبدیل ممکن برای انجام فتوسنتز به موجودات زنده که در حال حاضر انجام این صفت، مانند مخمر و یا biotechnologically جالب ندارد باکتری است. مسیرهای مختلف در فتوسنتز مهندسی، از بهبود گیاهان زراعی به مهندسی رمان
میکروارگانیسم ها، در اینجا بررسی شود.

مقاله انگلیسی رایگان (PDF)

ترجمه فارسی رایگان (PDF)

خرید ترجمه با فرمت ورد

بخشی از ترجمه فارسی مقاله:

پاسخ اكوسيستم به استرس ايجاد شده توسط پارتيكل ها :
پاسخ در برابر استرس پارتيكله يا تغييرات در جمعيت ارگانيسم هاي منفرد و حساس در سطوح غذايي تنها يا گروهي آغاز مي گردد . پاسخ ارگانيسم هاي منفرد در برابر استرس به ژنوتيپ ،‌ مرحله رشد و منابع موجود بستگي دارد .
آثار جسم ذره ای مي تواند نتيجه‌ي ته نشيني مستقيم يا غيرمستقيم بر خاك باشد كه رشد ،‌ بازدهي ، گلدهي و توليد گياهان را مي كاهد . آسيب مزمن آلودگي يك جامعه‌ي جنگلي باعث اتلاف گونه هاي حساس مي گردد .
پارتيكل هاي آلكالين به سطوح گياهي آسيب مي رساند . كاهش در رشد ، ‌شكل گيري پوسته‌ي برگ هايي كه فتوسنتز انجام مي دهند و ريزش برگ زودرس و تخريب بافت هاي برگي مي شود و غبار آلكالين حاوي سطوح بالاي Mgo ته نشين شده در سطوح برگي موم هاي خارج پوستي را از هم گسيخته مي كند .
ته نشيني مواد ذره ای ، ‌جامعه ميكروبي موجود در محيط برگ را تحت تأثير قرار مي دهد كه نقش مهمي در تجزيه زباله بازي مي كند . در نهايت جامعه تجزيه كننده را تضعيف و سرعت تجزيه را كاهش مي دهد. تمام اين فرايندها چرخه تغذيه اي را تغيير مي دهد . گلسنگ ها و خزه هاي روي گياهي به علت وابستگي تغذيه اي آنها و تماس مداوم با ته نشيني ذره ای در خطر هستند .
تغييرات در خاك ممكن است تا زمان تجمع آلاينده ها به مدت 10 سال يا بيشتر قابل مشاهده نباشد به جز در مناطق شديد آلوده در پيرامون منابع متمركز صنعتي .
نتيجه گيري :
ته نشيني غبار بر گياهان تحت تأثير توزيع اندازه پارتيكل و ابعاد و چگالي عناصر شاخ و برگ در مسير پراكندگي خواهد بود . گونه هاي داراي برگ بزرگ ، موانع غبار مؤثري نزديك به منبع غبارهاي درشت فراهم مي كنند (‌مثلا جاده ها يا معادن )‌ اما موانع كم تأثيرتري در برابر غبارهاي كوچكتري كه فواصل بيشتري طي مي كنند ،‌ به شمار مي آيند .آثار غبار بر گياهان با كاهش نور در دسترس براي فتوسنتز ،‌افزايش دماي برگ بعلت ويژگي هاي تغيير يافته ظاهري سطح و تداخل يا انتشار گازها به داخل و خارج برگ ها در ارتباط است .
مواد پارتيكله آلكالين آثار مستقيمي بر سطوح برگ دارند به علت مواد پارتيكله غيرتخصصي شناسايي خطر مسيع الطيف وارده بر عملكرد اكوسيستم دشوار است .

بخشی از مقاله انگلیسی:

5 Ecosystem Response to Stress Caused by Particulates

Response against particulates stress begins with changes in the population of sensitive individual organisms at single or multiple trophic levels (Bazzaz, 1996). As a minimum three levels of biological interaction are involved between plants and particulates: (a) the individual plant and its environment, (b) the population and its environment, and (c) the biological community and its environment (Billings, 1978). The response of individual organisms against stress is based on its genotype, stage of growth, existing resources, and microhabitat (Levin, 1998). Competition among individuals and species during ecological succession may improve ecosystem tolerance to the challenge of particulates deposition (Rapport and Whitford, 1999; Guderian, 1985). Succession in unpolluted (favorable) environment is progressive while, under harsh conditions, due to intermittent natural disturbance, energy is diverted from growth and reproduction to maintenance, and return succession to an earlier stage (Waring and Schlesinger, 1985). Such disturbances disrupt normal physiology and biochemistry of plants, the determinants of energy flow and nutrient cycling, food chain structure, and nutrient inventory (Odum, 1993). These disturbances, nevertheless, sets the stage for revival, which permits the disturbed ecosystem to acclimatize to changing environments. Therefore, these perturbations may yield a temporary setback and recovery can be rapid (Odum, 1969). On the contrary, anthropogenic stresses, such as those due to particulate matter and other anthropogenic deposition, may be more harsh and devastating, with stressed ecosystems recuperating less readily and often undergoing further degradation (Odum, 1969; Rapport and Whitford, 1999), e.g. presence of heavy metal exposure causes tree injury and contributes to forest decline in the northeastern United States (Gawel et al., 1996). Sayyed and Sayadi (2011) have studies the variations in the heavy metal accumulations within the surface soils from the Chitgar industrial area of Tehran. Effects of particulate matter can result from direct deposition or indirectly by deposition onto the soil. Particulate deposition reduces growth, yield, flowering, and reproduction of plants (Saunders and Godzik, 1986). Tolerant individuals, present in low frequencies in populations when growing in undisturbed areas, have been selected for tolerance at both the seedling and adult stages when exposed to trace metal or nitrate deposition (Ormrod, 1984; U.S. Environmental Protection Agency, 1993). Tolerant individuals within a plant population exhibit a wide range of sensitivity that is the basis for the natural selection of tolerant individuals. The rapid evolution of certain populations of tolerant species, at sites with heavy trace element and nitrate deposition, has been observed (Saunders and Godzik, 1986). Chronic pollutant injury to a forest community may result in the loss of susceptible species, loss of tree canopy, and safeguarding of a residual cover of pollutant-tolerant herbs or shrubs that are recognized as successional species (Smith, 1974; Miller and McBride, 1999). The effects of dust deposited on plant surfaces are more likely to be linked with their chemistry rather than simply with the mass of deposited particles (Farmer, 1993). Alkaline particles may injure plant surfaces, such as limestone particles (Brandt and Rhoades, 1972, 1973). There has been reduction in growth of the dominant trees owing to crust formation on leaves which reduces photosynthesis and bringing premature leaf fall and destruction of leaf tissues (Brandt and Rhoades, 1973). Alkaline dust containing high levels of MgO deposited on leaf surfaces disrupted the epicuticular waxes (Bermadinger et al., 1988). Cement dust on hydration liberates calcium hydroxide which can raise leaf surface alkalinity in some cases to pH 12. This level of alkalinity can hydrolyze lipid and wax components, penetrate the cuticle, and denature proteins finally plasmolyzing the leaf (Guderian, 1986; Czaja, 1960, 1961, 1962). Limestone dust coating of lichen thallus damaged its photosynthetic apparatus (Arianoutsou et al., 1993). All this leads to change in community structure and function. It is reported that deposition of particulate matter affects the microbial community living in the phyllosphere. This microbial community plays an important role in decomposition of litter fall (Miller et al., 1982; Jensen, 1974; Millar, 1974). Since fungi are important decompose, changing the fungal community on the needles finally weakens the decomposer community, decrease the rate of litter decomposition. All these processes alter nutrient cycling (Bruhn, 1980). Slowly decomposing litter influences nutrient availability within the ecosystem because of accumulation of carbohydrates and mineral nutrients (Cotrufo et al., 1995). Epiphytic lichens and mosses, because of their nutritional dependence upon and continued contact to particulate deposition, are at risk. There is various indirect and significant effect of particulate matter on ecosystem. Indirect plant responses of greatest interest are chiefly soil-mediated and depend primarily on the chemical composition of the individual elements present in particulate matter. Changes in the soil may not be observed until accumulation of the pollutant has occurred for 10 or more years, except in the severely polluted areas around industrialized point sources (Saunders and Godzik, 1986). The soil environment is an active site of poorly characterized biological interactions (Wall and Moore, 1999). Rhizosphere organisms play a crucial role in creating chemical and biological transformations, decomposing organic matter and making inorganic minerals available for plant uptake (Wall and Moore, 1999). Indirect effects are usually chronic and occur over time and are difficult to determine because the changes are subtle (Garner, 1994).

6 Conclusions

Deposition of dust on vegetation will be affected by the particle size distribution and the dimensions and density of foliage elements in the dispersion path. The effect of size-segregated rather than chemically speciated particulate matter on ecosystem function is mediated by effects on vigor, competitive viability, and reproductive fitness of individual plants. Large-leaved species may provide effective dust barriers close to the source of coarse dusts (e.g. roads or quarries), but less effective barriers against finer dusts that travel greater distances. Dusts effects on vegetation may be connected with the decrease in light available for photosynthetic, an increase in leaf temperature due to changed surface optical properties, and interference with the diffusion of gases into and out of leaves. It is clear that dust particle size has important and predictable effects on energy exchange properties of vegetation. Alkaline particulate matter may exert direct effects on leaf surfaces; however, the effects hardly ever reach the ecosystem level because it is difficult to identify a widespread threat to ecosystem function due to un-speciated particulate matter.

مقاله انگلیسی رایگان

ترجمه فارسی رایگان 

بخشی از ترجمه فارسی مقاله:

چکیده:
تاثیر غلظت سدیم کلرید بر پتانسیل اسمزی رشد، میزان کلروفیل، میزان پروتوئین بذر ها بررسی شده است.
سدیم کلرید در هر دو دوره اندازه گیری، باعث افزایش ارتفاع گیاه با غلظت های پایین و متوسط، و کاهش با غلظت بالا می شود. تاثیر قابل توجهی در تعداد برگها یا سطح برگ با غلظت پایین مشاهده نشد، در حالیکه کاهش برای هر یک با غلظت دو برابر و در هر دو دوره اندازه گیری رخ داد.
شوری هر دو وزن تر و خشک ساقه را در هر دو دوره اندازه گیری افزایش می دهد. پتانسیل اسمزی بیانگر کاهش قابل توجهی با افزایش غلظت ها در طول مدت دوره تنش می باشد.
شوری به مقدار زیادی کلروفیل مقدار ‘A’ را در هر دو دوره اندازه گیری کاهش می دهد. و همچنین کلروفیل ‘B’، کلروفیل کل.، و محتویات کاروتنوئیدها را پس از 10 روز گذر از آزمایش، کاهش می دهد.
افزایشی در میزان پروتوئین در هر دو دوره اندازه گیری، با توجه به تاثیر تنش شوری، مشاهده می شود. ارتباط مستقیم متناسبی میان میزان پروتوئین و افزایش غلظت نمک در اولین دوره اندازه گیری وجود دارد، در حالیکه نسبت معکوسی در دوره دوم دارد.
کلید واژه ها پتانسیل اسمزی؛ کلروفیل؛ NaCl؛ ارتفاع گیاه؛ پروتئین
1.مقدمه
شوری زیاد خاک یکی از عوامل مهمی است که تکثیر گیاهان را در زیستگاه های طبیعی خود محدود می کند. این یک مشکل رو به افزایش در مناطق خشک و نیمه خشک است. فیشر و ترنر بررسی کرده اند که مناطق خشک و نیمه خشک تقریبا 40% از کره زمین را دربر می گیرد.
ویژگی تحمل شوری صفت ساده ای نیست، اما نتیجه ویژگی های مختلفی است که وابسته به فعل و انفعالات فیزیولوژیکی مختلف است که تشخیص آنها دشوار است. ظاهر مورفولوژیکی ارائه شده توسط گیاه در پاسخ به شوری، برای تشخیص تاثیر آن کافی نیست، به همین دلیل تشخیص سایر عوامل فیزیولوژیکی و بیوشیمیایی شامل یون سمی، پتانسیل اسمزی، کمبود عناصر، و سایر اختلالات فیزیولوژیکی و شیمیایی مانند تعامل میان این تنشهای مختلف، بسیار مهم است.
با توجه به نتایج مطالعات که تاثیر تنش شوری بر رشد گیاه، می توان ارتباطی میان کاهش در طول بوته و افزایش در غلظت سدیم کلرید مشاهده کرد. مطالعات متعددی بیانگر تاثیر سطح برگ به صورت منفی با استفاده از غلظت های مختلف نمک می باشد.
تاثیر مضر شوری بر تعداد برگ همچنین با افزایش غلظت افزایش می یابد.
مطالعات متعددی نشانگر اینند که وزن تر و خشک سیستم ساقه، چه به صورت منفی و یا مثبت، متاثر تغییراتی در غلظت شوری، نوع نمک و یا نوع گونه گیاهی است.
تغییرات در روابط آب گیاهان که با شوری تشدید می شوند، در برخی از مطالعات مطرح شده است که تصدیق این موضوع است که بسیاری از گیاهان تحت مقررات اسمزی هستند زمانی که با افزایش منفی پتانسیل اسمزی شیره برگ، در معرض تنش شوری قرار می گیرند.
تحقیقات بسیاری در راستای اثر مهاری شوری بر فرآیندهای بیوشیمیایی انجام شده است که که فتوسنتز مهم ترین آن است. تاثیر فتوسنتز می تواند از اثر بر روی رنگدانه های فتوسنتزی سنجیده شود. نتایج مطالعات اختصاصی بیانگر اینند که شوری میزان رنگدانه های فتوسنتزی در گیاهان آزمایش شده را کاهش می دهد .
میزان پروتوئین، به طور مثبت یا منفی، متاثر تنش شوری است. نتایج برخی از تحقیقات کاهش یا افزایشی در میزان پروتوئین گیاهان آزمایش شده با غلظت های شوری متفاوت را نشان می دهد.
کشاورزی نقش پیشگامی را در توسعه اقتصادی در بسیاری از کشورها به خصوص عربستان، ایفا می کند. با این حال، شوری که بسیاری از مناطق از انگلستان را تحت تاثیر قرار می دهد، یکی از موانع اصلی است که گسترش مناطق کشاورزی و یا افزایش در تولید محصولات کشاورزی برای بسیاری از محصولات را محدود می کند. شوری زیاد با توجه به بالا بودن غلظت نمک های محلول در آب آبیاری و سرعت بالا تبخیر، به دلیل دما زیاد عربستان، زهکشی ناکارآمد، و یا نوع خاک می باشد. لوبیا یکی از محصولات زراعی اقتصادی است که علاوه بر ظرفیت خود را برای تحمل به شوری، به عنوان غذا هم برای مردم و هم حیوانات استفاده می شود. در راستای این، هدف تحقیق ما مطالعه تاثیرات تنش شوری، با استفاده از غلظت های مختلف سدیم کلرید بر رشد و متابولیسم لوبیا و تشخیص میزان تحمل شوری آن است.

بخشی از مقاله انگلیسی:

Abstract

The effect of sodium chloride (NaCl) concentrations (0.0, 60, 120, 240 mM) on growth, osmotic potential, chlorophyll content, protein content of (Vicia faba L.) seedlings was investigated. NaCl caused an increase in plant height with low and medium concentrations and a decrease with the highest concentration, in both measurement periods. No significant effect was observed in the number of leaves or leaf area with low concentration, while a decrease was noticed for each, with two higher concentrations and in both measurement periods. Salinity increased both fresh and dry weights of the shoot in the two measurement periods. Osmotic potential (O.P.) showed a significant decrease with the increase in concentrations, and in the duration of the stress periods. Salinity significantly reduced chlorophyll ‘a’ content in both measurement periods. It also significantly reduced chlorophyll ‘b’, total chl., and carotenoids contents after ten days of treatment. An increase was observed in the protein content in the two measurement periods due to the impact of salinity stress. A directly proportional relationship was found between protein content and the increase in salt concentrations in the first measurement period, while it was inversely proportional in the second.

1. Introduction

The over salinity of the soil is one of the main factors that limits the spread of plants in their natural habitats. It is an everincreasing problem in arid and semi arid regions (Shanon, 1986). Fisher and Turner (1978) estimate that arid and semi arid lands represent around 40% of the earth’s area. The property of salinity tolerance is not a simple attribute, but it is an outcome of various features that depend on different physiological interactions, which are difficult to determine. The morphological appearance presented by the plant in response to salinity, may not be enough to determine its effect, so it is important to recognize other physiological and biochemical factors, including toxic ions, osmotic potential, lack of elements and other physiological and chemical disorders, as well as the interactions between these various stresses (Munns, 1993, 2002; Neumann, 1997; Yao, 1998; Hasegewa et al., 2000). From the results of the studies, which looked at the effect of salt stress on growth, one can notice a connection between the decrease in plant length and the increase in the concentration of sodium chloride (Beltagi et al., 2006; Mustard and Renault, 2006; Gama et al., 2007; Jamil et al., 2007; Houimli et al., 2008; Rui et al., 2009; Memon et al., 2010). Numerous studies showed the affection of leaf area negatively by using different concentrations of NaCl (Raul et al., 2003; Netondo et al., 2004; Mathur et al., 2006; Chen et al., 2007; Zhao et al., 2007; Yilmaz and Kina, 2008; Rui et al., 2009). The harmful influence of salinity on leaf number, also increases with the increase in concentration, according to the studies held by Raul et al. (2003), Jamil et al. (2005), Gama et al. (2007), Ha et al. (2008). Many studies have shown that the fresh and dry weights of the shoot system are affected, either negatively or positively, by changes in salinity concentration, type of salt present, or type of plant species (Bayuelo Jimenez et al., 2002; Jamil et al., 2005; Niaz et al., 2005; Saqib et al., 2006; Turan et al., 2007; Saffan, 2008; Rui et al., 2009; Taffouo et al., 2009, 2010; Memon et al., 2010). Changes in water relations of plants that are stressed by salinity, can be seen in certain studies that confirm that, many plants undergo osmotic regulation when they are exposed to salt stress by increasing the negativity of the osmotic potential of the leaf sap (Rodriguez et al., 1997; Gama et al., 2007, 2009; Kaymakanova and Stoeva, 2008; Kaymakanova et al., 2008). Many studies confirm the inhibitory effect of salinity on biochemical processes, of which photosynthesis is the most important. The effect on photosynthesis can be gauged from the effect on the photosynthetic pigments. The results of specific studies (Sultana et al., 2000; Tort and Turkyilmaz, 2004; Misra et al., 2006; Murillo-Amador et al., 2007; Taffouo et al., 2010) clearly indicate that salinity reduces the content of photosynthetic pigments in treated plants. Protein content can also be affected negatively or positively, by salt stress. The results of certain studies (Sultana et al., 2000; Tort and Turkyilmaz, 2004; Beltagi et al., 2006; Chen et al., 2007; Kapoor and Srivastava, 2010) demonstrate a decrease, or increase, in protein content in plants treated with different salt concentrations. Agriculture plays a pioneering role in economical development in many countries, especially in Saudi Arabia. However, salinity, which affects most areas of the kingdom, represents one of the main obstacles that limit the expansion of the agricultural area or the increase in agricultural production for many crops. High salinity is due to the high concentration of soluble salts in irrigation waters and the high rate of evaporation caused by the high temperatures in Saudi Arabia, ineffi- cient drainage, or soil type. Bean is one of the important economic cereal crops, a cereal used as food for both people and animals, besides its capacity to tolerate salinity. In light of this, our research aims to study the effect of salt stress, using different concentrations of sodium chloride, on the growth and metabolism of Vicia faba (L.) and to determine the extent of its tolerance of salinity.

نقش نشاسته انتقالی در سوخت و ساز C3، CAM، و C4 و فرصت ها برای مهندسی تجمع نشاسته برگ

The role of transitory starch in C3, CAM, and C4 metabolism and opportunities for engineering leaf starch accumulation

مبتدی (مناسب برای درک مفهوم کلی مطلب)

F1922

در حالی که تصور می شود که اکثریت کربن در نشاسته در مسیر هیدرولیتیک استفاده می شود، مسیر فسفورولیتیک ممکن است به خصوص در طول دوره نور (شکل 2) مهم باشد. در گیاهان C3, محصولات تجزیه نشاسته فسفورولیتیک از کلروپلاست صادر نمی شوند, چرا که حمل و نقل کننده های پوش گلوکز-6-فسفات (GPTs) در بافت فتوسنتزی بالغ بیان نمی شوند. دو GPT در Arabidopsis وجود دارند، اما بیان اینها به طور معمول به بافت هتروتروف محصور می شود (Kammere و همکاران، 1998؛. Niewiadomski و همکاران، 2005). جهش پوچ آرابیدوپسیس در فسفوریلاز نشاسته در رشد گیاه اثر نمی گذارد و تقریبا هیچ تاثیری بر تخریب نشاسته مشاهده نمی شود (Zeeman و همکاران، 2004). تصور می شود که تخریب نشاسته فسفورولیتیک در گیاهان C3 برای سوخت و ساز کلروپلاست داخلی مانند فسفات اکسیداتیو پنتوز، اسید شیکمیک، و یا مسیر متیل لیرتریتول استفاده می شود (Stitt و Rees, 1979; Weise et al., و همکاران، 2006). با این وجود، فقدان یک فنوتیپ آشکار در پلاستیدیک جهش نشاسته فسفوریلاز باعث درک سخت اهمیت این مسیر، حداقل در شرایط رشد استاندارد آزمایشگاهی می شود.
سوخت و ساز نشاسته انتقالی در CAM
گیاهان انجام دهنده CAM, CO2 را در شب می گیرند آن را برای اسید مالیک تثبیت می نمایند. در طول روز که گرم است و شیب برگ به هوا برای از دست دادن بخار آب بالاتر است، گیاهان CAM, روزنه خود را بسته نگه می دارد و CO2 و پیروات توسط دکربوکسیلاسیون اسید مالیک توسط NADP + آنزیم مالیک تولید می شوند. سپس این CO2 توسط روبیسکو در چرخه بنسون-کالوین تثبیت می شود.
یکی از مشخص های CAM, تغییر روزانه بزرگ در نشاسته انتقالی و اسید مالیک است (Pucher et al., 1947; Black and Osmond, 2003). همچنین گیاهان CAM وجود دارند که نشاندهنده تغییر کوچک در محتوای نشاسته است، چرا که آنها کربوهیدرات های کاهش یافته را در واکوئل در قالب هگزوز، علاوه بر نشاسته ذخیره می کنند (Kenyon et al., 1985; Christopher and Holtum, 1998; Borland et al., 2009). هر دوی نشاسته و هگزوز واکوئلی به فسفونوفیرووات (PEP) در شب (Christopher و Holtum، 1996) تبدیل می شوند. بنابراین نشاسته انتقالی در گیاهان CAM دارای نقش افزوده ارائه PEP مولکول سه کربنی پذیرنده CO2 (از طریق گلیکولیز) است، علاوه بر نقش ها در گیاهان C3 سرریز کربن و عرضه کربن در شب (Stitt و AP Rees، 1979 Fondy and Geiger, 1982 ، 1982). در شب، PEP (توسط کربوکسیلاز PEP) با استفاده از بی کربنات واردشده به صورت CO2 از طریق روزنه باز کربوکسیله می شود، که اگزالواستات چهار کربن را تشکیل می دهد. اگزالواستات به مالات کاهش می یابد، و اسید مالیک در واکوئل ذخیره می شود. در طول روز, مالات دوباره سیار می شود و تبدیل به پیروات می شود که CO2 را آزاد می کند. پیروات برای بازسازی نشاسته استفاده می شود.
این گیاه یخ Mesembryanthemum crystallinum, یک گیاه CAM گوناگون تغییریافته از C3 به CAM تنش خشکی و یا تنش شوری است. در حالت CAM، نوسان در سطح نشاسته بین روز و شب 20٪ بیشتر از حالت C3 است (Dodd و همکاران، 2003). از آنجا که نشاسته انتقالی برای CAM در کارخانه یخ حیاتی است، غیر فعال سازی سنتز نشاسته توسط جهش در نتایج phosphoglucomutase کلروپلاستی به عدم توانایی در کار در حالت CAM منجر می شود (Cushman و همکاران، 2008a). تغذیه گلوکز به این جهش ها, اسیدی شدن شبانه را دوباره بازسازی نمود. این آزمایش ها ثابت می کنند که نشاسته, بستری را برای سنتز اسید مالیک فراهم می کند. به طور جالب توجهی، مسیر سوخت و ساز تخریب نشاسته زمانی تغییر می کند که گیاه یخ از C3 به CAM تعویض می شود. زمانی که تحت سوخت و ساز C3 قرار می گیرد، نشاسته برگ به مالتوز تخریب می شود و از کلروپلاست با هگزوز فسفات کم صادر می شود. با این حال، پس از به CAM، صادرات از مالتوز به گلوکز-6-فسفات تعویض می شود که نشان دهنده القای مسیر فسفورولیتیک (شکل 3) (Neuhaus and Schulte, 1996) است.
رونوشتها برای هر دو فسفوریلاز نشاسته و حمل و نقل هگزوز فسفات, 14- و 71 برابر، به ترتیب افزایش می یابند، زمانی که گیاهان یخ از C3 به CAM تبدیل می شوند (Cushman و همکاران، 2008b). علاوه بر افزایش رونوشت های B-آمیلاز، یک افزایش 8 برابر در یک آمیلاز متنی وجود دارد, زمانی که گیاه یخ در حالت CAM است (Cushman و همکاران، 2008b). مشخص شده است که در صورت وجود، نقش مهمی در تخریب نشاسته انتقالی در گیاهان C3 آرابیدوپسیس دارد (یو و همکاران، 2005). با این حال، در گیاهان CAM، A-آمیلاز می تواند برای افزایش نرخ کلی تخریب نشاسته به کار گرفته شود یا ممکن است لایه های زنجیره ای گلوکان دیگر را فراهم کند که بیشتر متمایل به تخریب توسط فسفوریلاز نشاسته پلاستیدیک هستند (Shimomuraو همکاران، 1982). کار با گیاه یخ نشان دهنده یک تعویض از سوخت و ساز نشاسته انتقالی هیدرولیتیک به فسفورولیتیک و بیان GPTهاست (شکل 4). این تعویض, از هیچ ژن منحصر به فرد برای گیاهان CAM استفاده نمی کند، بلکه تغییر در سطح بیان، زمانبندی و محل ژن ها در پروتئین های مورد نیاز برای تخریب نشاسته که قبلاً در گیاهان C3 وجود داشته باشند, وجود دارد. تعویض به صادرات فسفات هگزوز در شب دارای مزیت روی صادرات مالتوز یا قند است که در آن هزینه ATP با تبدیل نشاسته به PEP کاهش می یابد که موجب تبدیل نشاسته به مالات می شود که یک منبع خالص یک ATP در هر دو مولکول مالات (شکل 5) است.

نسبت کربن بیرون آمده از کلروپلاست crystalinum Mesembryanthemum جدا شده از گیاهان عامل در حالت C3 (میله خاکستری روشن) و یا در حالت CAM (میله های سیاه) آینده. DHAP، دیهیدروکسی استون فسفات؛ PGA، 3-phosphoglycerate. داده های دوباره از Neuhaus and Schulte (1996). ترسیم شده اند.
صادرات فسفات هگزوز از کلروپلاست گیاه یخ با CAM مرتبط است که نیازمند سوخت و ساز نشاسته موقتی است. معلوم نیست که چرا صادرات فسفات هگزوز از کلروپلاست در شب در گیاهان C3 دیده نمی شود. احتمالا برخی از هزینه ها برای صادرات فسفات هگزوز وجود دارد، شاید از نظر کنترل سوخت و ساز، اما هزینه صادرات هگزوز فسفات ناشناخته است. می توان حدس زد که کنترل نظارتی چرخه بنسون-کالوین در صورتی به خطر بیافتد که فسفات های هگزوز, کلروپلاست را در طول روز ترک می کنند. شاید میزان کلی پایین تر فتوسنتز مشاهده شده در بسیاری از گیاهان CAM (Osmond و همکاران، 1982) همراه با فشارهای انتخابی زیست محیطی می تواند چنین مسائل تنظیمی را جبران کند.
سوخت و ساز نشاسته انتقالی در C4
مسیر سوخت و ساز C4 برای جذب CO2 تقریباً با مسیر سوخت و ساز CAM یکسان است, به جز این که جذب CO2 و ثبات در گونه های C4 در فضا جدا هستند و نه زمان. از آنجا که PEP سه کربنی پذیرنده CO2 در طول روز تولید می شود، تثبیت CO2 به سوخت و ساز نشاسته همانند CAM گره نخورده است. تصور می شود که سوخت و ساز نشاسته انتقالی در گیاهان C4 به شیوه ای مشابه با C3 عمل نماید، اما به دلیل مطالعات بسیار کم آنزیمی، و یا مطالعات ژنتیک که در مورد سوخت و ساز نشاسته C4 انجام شده است، دانش ما از سوخت و ساز نشاسته انتقالی در C4 وجود ندارد. با این حال، تجزیه و تحلیل پروتئوم اخیر کلروپلاست های جدا شده از سلول های غلاف ذرت بسته شده متفاوت و مزوفیل سلول، و همچنین تجزیه و تحلیل پروتئوم برگ و شیب رشد بسته بخش غلاف همراه برگ ذرت, یک دید کلی کمی و کیفی از الگوهای انباشت آنزیم نشاسته سوخت و ساز را ارائه کرده است (Majeran و همکاران، 2005، 2010؛ Friso و همکاران، 2010). علاوه بر این، مطالعات میکروسکوپی الکترون گسترده از توسعه برگ ذرت در آغاز و پایان دوره نور, بینش بیشتری به تجمع گرانول های نشاسته را فراهم کرده است (Majeran و همکاران، 2010). این مطالعات اخیر، همراه با چند مشاهدات قبلی (Spilatro و Preiss، 1987؛. Voznesenskaya و همکاران، 1999، 2005)، به وضوح نشان می دهند که اکثر آنزیم ها در متابولیسم نشاسته، و همچنین دانه های نشاسته، ترجیحاً در کلروپلاست سلول غلاف در بافت فتوسنتزی بالغ در گیاهان C4 جمع آوری می شوند.

الگوی تجمع نشاسته در منطقه انتقال منبع –سینک که در آن سلول ها, تمایز C4 و رشد خود را به اتمام نرسانده اند متفاوت است. در اینجا نشاسته انتقالی در هر دو سلول مزوفیل, حتی با مصادیر بالاتر نشاسته در کلروپلاست های سلول مزوفیل نسبت به کلروپلاست های سلول بسته غلاف تجمع می یابد (Majeran و همکاران، 2010). ژن SEX1 در آرابیدوپسیس C3, یک GWD را کدگذاری می کند و برای تخریب نشاسته انتقالی لازم است (KOtting و همکاران، 2005). بیان کاهش یافته همولوگ ذرت SEX1 کاهش یافته از طریق تداخل RNA (RNAi) به سطوح نشاسته برگ منجر می شود که چهار برابر بیشتر از سطوح خط کنترل مربوطه هستند؛ نشاسته در سلول های بسته غلاف مشابه برای کنترل گیاهان (شکل 6) واقع شد.

تبدیل نشاسته به فسفونوفیرووات (PEP) در شب و سوخت و ساز پس از آن برای مالات. این مسیر منجر به بهره خالص یک ATP در شب می شود. صادرات G6P اجازه می دهد تا تمام تولید و مصرف ATP و NADPH در سیتوزول رخ می دهد. اگر فسفات های تریوز صادر شوند، ATP در داخل کلروپلاست مورد نیاز است اما در خارج از کلروپلاست تولید می شود.

مقطعی از یک برگ ذرت لکه دار شده با IKI نشاندهنده تجمع نشاسته در سلول های غلاف بسته, فقط در این گیاه که در آن RNAi, GWD را کاهش می دهد. برگ برای تثبیت در ساعت 11:00 AM (SEW و TDS، منتشر نشده) گرفته شد.
سنتز نشاسته در همان سلول به صورت تثبیت CO2 توسط روبیسکو رخ نمی دهد. در مورد Aristrida با آناتومی Kranz تغییریافته حاوی دو لایه از سلول های بسته غلاف، نشاسته تا حد زیادی به سلول های بسته غلاف خارجی محدود می شود در حالی که بیشتر روبیسکو در سلول های بسته غلاف درونی است (Voznesenskaya و همکاران، 2005). گزارشات متعددی از تجمع نشاسته برگ ذرت در پاسخ به تغییرات در صادرات کربوهیدرات رخ داده است. نمونه های آن, جهش sxd1 با پلاسمودسماهای مسدود شده هستند که منجر به حمل و نقل ساکارز مختل شده می شوند (Russin و همکاران، 1996). در جهش tdy1، TDY1 کدگذار یک پروتئین ناشناخته لازم برای بارگیری بافت لیفی (Ma و همکاران، 2009)، مختل شد و جهش sut1 فاقد بیان SUT1 کدگذاری یک حمل و نقل کننده ساکارز لازم برای بارگیری بافت لیفی بود (Slewinski و همکاران، 2009). هر کدام از این جهش ها دارای یک فنوتیپ کوتوله است و مناطق برگ که در آن انتقال کربوهیدرات تغییرمی کند, کلروتیک هستند یا سطوح بالایی از آنتوسیانین ها را جمع می کنند. یک فنوتیپ تقریباً یکسان می تواند با برگ های نوع وحشی کمربند-سرد تولید شود که حمل و نقل بافت لیفی به خارج از برگ (Slewinski و همکاران، 2009) را مسدود می کند. در تمام موارد، سطوح نشاسته بالا در هر دو سلول غلاف بسته و سلول های مزوفیل مشاهده می شوند که نشان می دهد که آنزیم های نشاسته سوخت و ساز را می توان در هر دو نوع سلول بیان کرد، اما در گیاهان ذرت “طبیعی” کنترل شده متفاوت است.
یک درک بهتر از بیان سلول نوع-خاص، تجمع، و تنظیم آنزیم های متابولیک نشاسته که در هنگام مهندسی فتوسنتز C4 در یک گیاه C3 مانند برنج، برای اطمینان از یک سیستم نشاسته سوخت و ساز C3 سازگار با سیستم C4 فتوسنتز مورد نیاز است. دو احتمال می تواند در مورد ارتباط بین فتوسنتز، عملکرد، و نشاسته در هنگام تبدیل یک گیاه C3 به C4 پیش بینی شود. از آنجا که بسیاری از گیاهان C4 دارای نرخ فتوسنتز بالاتر از گیاهان C3 هستند، نشاسته می تواند یک نقش حیاتی به عنوان یک مکانیسم جریان بیش از حد برای کمک به جلوگیری از محدودیت تریوز فسفات بازی کند که در نتیجه ادامه فتوسنتز را سریع تر از سنتز ساکارز و صادرات آن موجب می شود. بنابراین، مهندسی یک افزایش ظرفیت برای سوخت و ساز نشاسته ممکن است عاقلانه باشد یا پتانسیل کامل فتوسنتز C4 ممکن است تحقق نیابد. از سوی دیگر، گیاهان C4 به طور کلی برای صادرات شکر و حمل و نقل, در مقایسه با گیاهان C3 ظرفیت بالاتری دارند (Leonardos و Grodzinski، 2000). از آن مهمتر، سنتز ساکارز در مزوفیل، به جای غلاف بسته، یک مکانیسم اضافی برای جلوگیری از بازخورد منفی در مراحل بسته غلاف-موضعی چرخه بنسون-کالوین (Majeran و همکاران، 2010) فراهم می کند. بنابراین، نشاسته می تواند یک نقش جزئی بیشتر برای حمایت از تنفس در شب و دیگر فعالیت های مدیریت داخلی متابولیک بازی کنند. در این سناریو, تنظیم متابولیسم نشاسته و تغییر فعالیت سلول های خاص از سنتز ساکارز در هنگام تعویض از سوخت و ساز C3 به C4 ممکن است لازم باشد.

متابولیسم و تجمع قندهای انتقال یافته به میوه و تنظیم آنها

Metabolism and Accumulation of Sugars Translocated to Fruit and Their Regulation

Photoassimilates needed for fruit development are supplied from leaves, converted in fruit to substances relating to the specific quality of the fruit, then accumulate in the fruit. There are various regulation steps in the process from photoassimilate synthesis in leaves to sugar accumulation in fruit: photosynthesis, synthesis of translocation sugars, loading of translocation sugars, their translocation, their unloading, their membrane transport, their metabolic conversion, and compartmentation in vacuoles. Thus, it is important to clarify the mechanism and regulation of each step in fruit development. In this review, mainly the metabolic conversion of translocation sugars and their regulation at the genetic level in fruit are described because the metabolic conversion in fruit contributes greatly to produce the sink activity needed for fruit development.

1 Introduction

Photoassimilate in fruit depends mainly on supply from leaves, but some fruits in their early stages of development can supply it by their own photosynthesis. Fruit is a heterotrophic organ. However, specific substances in some fruits are generated in the fruit by themselves from photoassimilates etc., and can accumulate in fruit. Therefore, they depend on sugars translocated from leaves. The force attracting translocation sugars in fruit is called the sink strength. If the sink strength of the fruit is weak, the fruit can not grow sufficiently: growth is retarded or sometimes the fruit shrinks because of sugar deprivation. This review discusses the physiological conditions influencing sink strength during the various steps between photoassimilate synthesis in leaves and its accumulation in fruit (Fig. 1). 1.

Photosynthesis: Photoassimilate is synthesized by photosynthesis in leaves. 2. Synthesis of translocation sugars: Photoassimilate is converted to translocation sugars, such as sucrose and sorbitol. 3. Loading: Sucrose and sorbitol are carried in the phloem by a transporter. 4. Translocation: Sugar can flow from high to low sugar concentration according to the pressure flow theory. 5. Unloading: Sugars translocated in fruit tissue are carried out from phloem tissue. 6. Membrane transport: Sugars unloaded apoplastically are taken up in cells by a transporter on the plasma membrane. 7. Metabolic conversion: Translocation sugars unloaded in fruit by the symplasmic or apoplastic pathway are converted to various substances; first, invertase and sucrose synthase metabolize sucrose, sorbitol dehydrogenase metabolizes sorbitol, and then sucrose phosphate synthase synthesizes sucrose. 8. Compartmentation: Sugars in cells are mainly compartmented in vacuoles. High accumulation of sugars in vacuoles produces a high osmotic pressure that stimulates influx of water into vacuoles, leading to a high turgor pressure that is the driving force for cellular enlargement. Physiological steps for controlling the sink strength of fruit are mainly unloading, membrane transport, metabolic conversion, and compartmentation, if sufficient photoassimilate is supplied. Among these four major steps, the role of enzymes in metabolic conversion seems to be the most important for producing the sink strength of fruit because this step correlates closely with unloading and compartmentation of sugar. Thus, in this review, I want to describe mainly “metabolic conversion”.

مقاله انگلیسی رایگان (PDF)

ترجمه فارسی رایگان (PDF)

خرید ترجمه با فرمت ورد

بخشی از ترجمه فارسی مقاله:

تعریف نقش ساکارز در فرستادن سیگنال
هدف از این مقاله این بوده است که کربوهیدراتهای شاخه ی گیاه توانایی تولید سیگنال دارند و این سیگنال ها به ریشه ها علامت می دهد که در برابر کمبود فسفر واکنش نشان دهد . کربوهیدراتها تنظیم کننده ی رشد و به طور سیستماتیک عمل می کنند . برای این که کربوهیدراتهای شاخه بتوانند سیگنالهایی را مخابره کنند که ریشه را به واکنش در برابر کمبود فسفر بر انگیزد و واکنش ترکیبی ریشه آغاز گردد باید معیارهای زیر را داشته باشد 1 – افزایش کربوهیدراتهای شاخه و جابه جایی کربوهیدرات از آوند به ریشه باید قبل از شروع واکنش های بیوشیمیایی و فیزیولوژی ریشه ، آغاز گردد . 2 – موانعی که مانع بیوسنتز کربوهیدرات و جابه جایی کربوهیدراتهای شاخه می شوند باید برطرف گردد . 3 – تغییر در غلظت کربوهیدرات باید ژن ها و عوامل مداخله گر را به مقابله با کمبود فسفر وادار کند . در این تحقیق هر یک از این موارد بررسی خواهد شد و توانایی کربوهیدرات شاخه در فرستادن سیگنال مبنی بر وجود کمبود فسفر برای واداشتن ریشه به مقابله با کمبود فسفر بررسی و آزمایش خواهد شد . هم چنین بررسی کردیم که چگونه ساکارز و با چه مکانیزی می تواند سیگنال بفرستد . مثلاً آیا دلیل تغییر غلظت ساکارز می باشد و یا اینکه سرعت تراوش ساکارز از آوند به ریشه افزایش یافته است ؟ و اینکه آیا تغییرات به وجود آمده در ساکارز آوندی دائمی است یا زودگذر است ؟ و اینکه آیا تمام این تغییرات به وجود آمده خود به خود به حال اوّل بر می گردد ؟ این سؤالات می تواندن عناوین مهّم تحقیق آینده ی ما راجع به ساکارز آوندی و توانایی آن برای ایجاد واکنش های ترکیبی در ریشه به کمبود فسفر می باشد .
دریافت و فرستادن علایم کمبود فسفر
بعد از نیتروژن ، دومیّن مادّه ی معدنی کمیاب موجود در محصولات کشاورزی ، فسفر می باشد این که بدانیم گیاهان با چه مکانیزی کمبود فسفر را تشخیص می دهند و به آن واکنش نشان می دهند می تواند در انتخاب ، تکثیر و بکارگیری روشهای GM در بهبود محصولات به ما کمک کند و دیگر نیازی به کودهای فسفر دار غیر آلی و غیر قابل بازیافت ، نداشته باشیم .و در نهایت هزینه ی تولید را کاهش می دهد .
و از کودهای غیر آلی کمتر مصرف کنیم و از میزان آلودگی فسفر در آب های سطحی و زیر زمینی می کاهد . گیاهان وقتی با کمبود فسفر مواجه می شوند تعداد بیشماری نسخه برداری ژنتیکی وواکنش های بیوشیمیایی و فیزیولوژی را انجام می دهند که به آنها کمک می کند تا فسفر خاک را جذب کنند و یا ذخایر فسفر خود را استفاده کنند .
این که گیاهان با چه مکانیزی از مقدار فسفر مطلع می شوند و به کمبود فسفر واکنش نشان می دهند . در حال بررسی و یافته های خوبی تا به حال بدست آمده است . امّا هنوز مسایل لا ینحل مانده است . این احتمال وجود دارد که گیاهان ابتدا کل فسفر موجودی خود را شناسایی و ثبت می کنند . که این امر به آنها کمک می کند که به نحو احسن از فسفر ذخیره ی خود استفاده کنند و سپس نقاطی را که مقدار فسفر آن کم و زیاد شده شناسایی می کنند که این امر کمک می کند ریشه ها به بخش های غنی شده از فسفر تکثیر و منشعب شوند .
مجموعه ای پیچیده از امواج سیگنال یا هشدار دهنده وجود دارند که که نسبت به کمبود فسفر واکنش نشان می دهند و کمبود فسفر در گیاه را هشدار می دهند تا گیاه به کمبود فسفر واکنش نشان دهد . این سیگنال ها دارای تعداد زیادی کپی هستند . اولیّن کپی معرفی شده ، فاکتور نسخه برداری کنند . PHR1 بوده است که از خانواده ی ژن فاکتور myb می باشد . پروتئین PHR1 با تقارن ناقص در کنار هم قرار گرفته اند ( PLBS , GVATATNC ) .
شکل 1
که بیشتر ژن هایی که به دلیل کمبود فسفر فعّال شده اند . چنین ترتیب نامتقارنی دارند . ساختار پروتئین PHR1 ابتدایی است امّا اخیراً مشخص شده است که یک آنزیم کوچک به نام لیگاز ( Sizl) می باشد که در طی آن آنزیم (sumo) با پروتئین PHR1 ترکیب می شود ، و باعث می شود که ویژگیهای ژنتیکی پروتئین PHR1 را افزایش دهد . در فرآیند سومو (Sumo) سلولهای پروتئین تغییر می کنند . در نتیجه ویژگی آن پروتئین دستخو ش تغییرات می شود ، یعنی فعالیّت ، استحکام و جهش ژنی در پروتئین ایجاد می شود .
قابل توجه است که ژن جهش یافته ی siz1 که در گیاهان گلدار و عالی وجود دارد بسیار نیست به کمبود فسفر حسّاس است و همانند یک سرکوب کننده واکنش نشان می دهد . ژن siz1 در گیاهان عالی بسیار محتاط عمل می کند و بسیاری از ویژگی های فنوتیپی ریشه در زمان مقابله ، محافظت می شود ، مانند کاهش رشد اولّیه ی ریشه ، افزایش رشد جانبی ریشه ها و افزایش طول و تعداد زوائد ریشه و افزایش نسبت ریشه به شاخه و افزایش آنتوسیانین هیچ تغییری نمی کند . جالب توجّه است که تعداد کلمه بندی 3 ژن 2AtPS و AtPT2 و AtPS3در گیاهان گل دار (siz1) بزرگتر و بیشتر از گیاهان وحشی و غنی از فسفر می باشد و اگر شرایط محیط پر از فسفر فراهم شود ، باز هم تعداد کلمه بندی و طول این 3 پروتئین بیشتر می شود امّا تعداد کپی از 2 ژن به نام AtIPSl و AtRNS1 در دانه رست های (siz1) گیاهان عالی کمتر از دانه رست های وحشی می باشد ، و توالی و کلمه بندی این ژن ها نامتقارن (PIBS) می باشد .

بخشی از مقاله انگلیسی:

Defining sucrose as a signal

The purpose of this review is to explore the potential for shoot-derived carbohydrate signals to initiate acclimatory responses in roots to phosphorus (P) starvation. In this context, these carbohydrates act as systemic plant growth regulators. For shoot-derived carbohydrates to act as causal intermediary signals in co-ordinating root responses to P starvation they must meet the following criteria (sensu White, 2000): (i) root physiological and biochemical responses must be preceded by an increase in the biosynthesis of shoot carbohydrates and their translocation via the phloem to the root, (ii) blocking the biosynthesis or translocation of shoot carbohydrates must eliminate, or attenuate, the root physiological and biochemical responses to P starvation, and (iii) artificial changes in carbohydrate concentrations in the root, similar to those experienced in P-starved plants, must initiate similar responses to those induced by P starvation. This review will test each criterion and establish the potential for shoot-derived carbohydrates to act as systemic signals coordinating root responses to P starvation. Whilst exploring these criteria the mechanism by which sucrose might act as a signal will also be considered. For example, is there a change in phloem sucrose concentration or is there increased phloem flux to the roots? Is any change in phloem sucrose transient or sustained throughout P starvation? Is any change reversed on re-supply of P or is a further signal required? Although it may not be possible to answer all these questions, they will serve as a focus for future research into phloem sucrose and its ability to co-ordinate root responses to P starvation.

Sensing and signalling P availability Phosphorus is the second most limiting mineral nutrient in crop production after nitrogen (Vance et al., 2003). It is thought that a mechanistic understanding of how plants sense and respond to P starvation might facilitate selection, breeding, and GM approaches to improve crop production, and reduce our reliance on non-renewable inorganic P fertilizers (Vance et al., 2003; Hammond et al., 2004; Jain et al., 2007b). This may ultimately lower production costs, our reliance on mineral fertilizers, and P pollution to surface and groundwaters (Hammond et al., 2004). Phosphorus starvation in plants initiates a myriad of transcriptional, biochemical, and physiological responses that serve either to enhance the plant’s ability to acquire P from the soil or improve the efficiency with which plants utilize P internally (Fig. 1; Vance et al., 2003; FrancoZorrilla et al., 2004; Hammond et al., 2004; Jain et al., 2007b). Our knowledge of how plants sense their P status and initiate responses to P starvation is increasing rapidly, although much still remains to be discovered. It is probable that plants can detect both whole plant P status, enabling efficient use of P internally, and local variations in P availability, enabling the proliferation of roots in P-rich patches (Fig. 1; Forde and Lorenzo, 2001; Williamson et al., 2001; Amtmann et al., 2006). A complex series of signalling cascades is emerging that control plant responses to P starvation. These include many transcription factors. The first transcription factor implicated in regulating plant P starvation responses was PHR1, a myb transcription factor (Rubio et al., 2001). The PHR1 protein was shown to bind to an imperfectpalindromic sequence (P1BS; GNATATNC), which is present in the promoter regions of many P starvationinduced genes (Rubio et al., 2001; Hammond et al., 2004). The expression of PHR1 appears to be constitutive, irrespective of plant P status, however, recent evidence suggests that the PHR1 protein may be targeted by a small ubiquitin-like modifier (SUMO) E3 ligase (SIZ1), whose expression is increased by P starvation (Miura et al., 2005). Sumoylation appears to modify the function of proteins in distinct ways; by altering their cellular location, activity, stability, or susceptibility to degradation by ubiquitination (Mu¨ller et al., 2001; Johnson, 2004; Kerscher et al., 2006). Interestingly, the Arabidopsis siz1 knockout mutant is hypersensitive to P starvation, suggesting SIZ1 acts as a repressor of plant responses to P starvation. Arabidopsis siz1 maintains many characteristic phenotypic responses to P starvation, including reduced primary root growth and increased lateral root and root hair number and length, increased root:shoot ratio, and increased anthocyanin accumulation (Miura et al., 2005). Interestingly, the expression of three P starvation-responsive genes, AtPT2, AtPS2, and AtPS3 are greater in siz1 compared with wild-type plants under P-replete conditions, and still show increases in expression during P starvation. However, the transcript accumulation of two other P-responsive genes, AtIPS1 and AtRNS1, occurs at a reduced rate in siz1 seedlings compared with wild-type seedlings, despite the presence of the P1BS sequence in their promoter regions (Miura et al., 2005). 

مقالات انگلیسی و ترجمه های فارسی رایگان با فرمت PDF آماده دانلود رایگان میباشند

همچنین ترجمه مقاله با فرمت ورد نیز قابل خریداری و دانلود میباشد

مقاله انگلیسی رایگان (PDF)

ترجمه فارسی رایگان (PDF)

خرید ترجمه با فرمت ورد

فهرست مقاله:

چکیده
مقدمه
I/O Plant
طرح
سخت افزار
نرم افزار
الگو ی مصرف(الگو برای استفاده)
کاربرد
رابط گیاهی محیط
آرایش تعاملی گل ها
چراغ تزئین شده
کارهای مرتبط
نتیجه گیری وکارهای آتی
تقدیر و تشکر

بخشی از ترجمه فارسی مقاله:

مقدمه
تعاملات فراوانی بین گیاهان و محیط اطراف آنها در دنیای زندگی ما وجود دارد.. گیاهان تاثیر یک محرک را، جمع آوری و آنرا در فرم ها و حرکات نشان می دهند. به عنوان مثال، فتوسنتز 2CO و آب را برای تولید ترکیب می کند و این انرژی باعث رشد گیاه می شود. تروپیسم جهت رشد گیاهان را با توجه به محرکهایی مانند نور، تماس، گرانش و آب تغییر می دهد. علاوه بر این، پتانسیل زیستی گیاهان بلافاصله به تغییرات محیط اطراف واکنش نشان می دهند.

محققان در زمینه تعاملات کامپیوتری و انسان تلاش کرده اند تا گیاهان را به عنوان رابط های اطلاعاتی مورد استفاده قرار دهند [1-3]. با این حال، محدودیت های جدی برای استفاده از گیاهان وجود دارد. درک واکنش های گیاهان آسان نیست، زیرا پاسخ بیوپتانسیل نامرئی است و پاسخ رشدی زمان زیادی لازم دارد تا دیده شود. علاوه بر این، هر گیاه واکنش های مختلفی را با تفاوت در گونه ها و محیط های مختلف تولید می کند. بنابراین تحقیقات قبلی تلاش زیادی برای استفاده از رفتار گیاهان انجام دادند.
هدف از این مقاله حمایت از طراحانی است که سیستم تعاملی پویا را با استفاده از اکوسیستم های گیاهی توسعه می دهند. ما یک کیت ابزار برای طراحی تعاملات انسان و گیاه، یک آزمایش از واکنش گیاهان ، چندین الگوی مورد استفاده و نمونه های کاربردی را ارائه می دهیم.

I/O Plantطرح
I / O Plant به عنوان یک کیت سخت افزاری و نرم افزاری برای اتصال گیاهان و مدارهای الکترونیکی طراحی شده است.
سخت افزار متشکل از دو بخش مختلف ، مجموعه (دستگاه)- حسگر / – قسمت انتقال دهنده و بخش القا / رشد (شکل 1). اولین دستگاه از الکترودهای جامد سوزنی، قلاب های رسانا برای تنظیم گل، تقویت کننده ها، سنسورها، کابل ها و ماژول های بی سیم تشکیل شده است. دومی شامل چراغ های LED تمام رنگ، پمپ های آب و بلندگو های صوتی است. این نرم افزار توسط MAX / MSP توسعه داده شده و دارای دو عمل انتقال (شکل 2) است. اولا، محرکها (به عنوان مثال، نور و پمپ آب) را برای تحریک گیاهان اجرا می کنند. فعال کننده ها رشد، شکل و حرکات گیاهان را تغییر می دهند. ثانيا، نرم افزار ميتواند پاسخهاي بيو پتانسيلي را به مقادير عددی و محرک کنترل تبدیل کند. با استفاده از نرم افزار، می توان جنبه های مختلف واکنش های گیاهی را مشاهده کرد (شکل 3). نشان داده شده است که زیست توده ها با توجه به محرک ها، محیط اطراف و گونه های گیاهی تغییر می کنند. گیاهان خود را با تغییر درمحرک های مختلف مانند حرکت، لمس، نزدیک شدن ، ارتعاش، صدا و آب (یعنی الگوی 1 و 2) سازگار می کنند.
آنها تفاوت های محیطی مانند مکان و زمان (به عنوان مثال، الگو 3،4،5 و 6) را تمایز می دهند. آنها با شکل گیاه و خصوصیات فردی (به عنوان مثال الگو 7) یک شکل موج متفاوت دارند. آنها با توجه به تنوع گیاه و خصوصیات فردی (به عنوان مثال الگو 7) شکل موج متفاوت دارند.

بخشی از مقاله انگلیسی:

Introduction

There are abundant interactions between plants and their surroundings in our living world. Plants accumulate and display an effect of stimuli in forms and motions. For example, photosynthesis combines CO2 and water to turn into energy which grows plants. Tropisms change a plants’ growth direction according to the stimulations such as light, contact, gravity and water. Furthermore, biopotentials of plants instantaneously react to changes of their surroundings. In the field of Computer-Human Interactions, researchers have tried to utilize plants as information interfaces [1-3]. However, there are serious limitations to utilize plants. It is not easy to perceive plants’ reactions because biopotential response is invisible and growing response takes a lot of time to display. In addition, every plant produces diverse reactions by differences in species and surroundings. Therefore, the former researches took a lot of effort to utilize plants’ behavior. The purpose of this paper is to support designers who develop a dynamic interactive system using plants’ ecosystems. We present a tool kit to design the humanplant interactions, an experiment of plants’ reactions, several use patterns and application examples.

I/O Plant

Design I/O Plant is designed as a hardware kit and software for connecting plants and electronic circuits. The hardware consists of two different sets- sensing/- transducing parts and induction/growing parts (figure 1). The former is composed of needle-type solid electrodes, conductive frogs for flower arrangement, amplifiers, sensors, cables and wireless modules. The latter is composed of the full-color LED lights, water pumps, and audio speakers. The software is developed by MAX/MSP and it has two transduction functions (figure 2). First, it executes actuators (i.e., light and water pump) to stimulate plants. The actuators manipulate growth, shapes and motions of plants. Secondly, the software can convert biopotential responses into numeral values, and control actuators. By the software, we can observe various aspects of plants’ reactions (figure 3). It is shown that the biopotentials change according to stimulus, surroundings and plant species. Plants adapt themselves to the change in different stimulation such as motion, touch, approach, vibration, sound and water (i.e., the pattern 1 and 2). They discriminate differences of surroundings such as place and clock time (i.e., the pattern 3,4,5 and 6). They have a different waveform by plant variety and individual specificity (i.e., the pattern 7).

مبتدی (مناسب برای درک مفهوم کلی مطلب) 

آزمایشات تغذیه با قند روی دیسک های برگ به مساحت 2 سانتیمتر مربع و شناور روی محلولهای سوکروز یا مانیتول به مدت 3 ساعت در تاریکی و سپس به مدت 30 دقیقه در نور انجام شدند. آزمایشات تغذیه با فسفات روی دیسک های شناور بر محلولهای گوناگون (بخش نتایج) به مدت 16 ساعت در تاریکی و سپس به مدت 2 ساعت در نور انجام شدند. تثبیت CO2 با دیسک هایی یه شیوه مشابه با روشی که برای برگهای سالم بعد از آزمایش بلاتینگ نقطه گذاری روی کاغذ صافی بکار گرفته شد، تعیین گردید.

نتایج
تحقیق روی هفت گونه گیاه زراعی نشان داد که حتی زمانیکه کلیه گیاهان تحت شرایط زیست محیطی یکسان پرورش یافتند و در معرض تیمارهای مشابه قرار گرفتند، پاسخ ایشان به دستکاری مخزن متفاوت بود. این امکان فراهم گردید که گیاهان در دو گروه قرار گیرند (جدول 1). در گیاهان خیار، پنبه، و تربچه، کاهش تقاضای مخزن منجر به کاهش بشدت معنی دار میزان فتوسنتز در برگ منبع گردید. امکان شناسایی چنین کاهشی در گیاهان فلفل، بادمجان، لوبیا یا کرچک مقدور نبود. از سوی دیگر، افزایش معنی دار محتوای نشاسته نه تنها در مورد اعضای گروه اول مشاهده گردید، بلکه در لوبیا، که عضو گروه دوم بود، نیز مشاهده گردید. یک عضو از هر گروه (پنبه و لوبیا به ترتیب) به تفصیل بیشتری بنا به گزارش ذیل مطالعه گردید.
جدول 2 نشان می دهد که، در مورد پنبه، کاهش 33 درصدی در میزان تثبیت CO2 در برگ منبع در واقع 1 روز بعد از حذف مخزن ها قابل مشاهده بود. بعلاوه افزایش 3.3 برابری در محتوای نشاسته ی برگ منبع نیز در عرض 1 روز قابل مشاهده گردید. طی روزهای بعدی آزمایش، تجمع نشاسته همچنان افزایش یافت و میزان تثبیت CO2 کاهش یافت و مقدار محتوای نشاسته بعد از 8 روز بیش از 5 برابر گیاه شاهد بود.

کاهش میزان تثبیت CO2 را نمی توان به بستن روزنه استومات نسبت داد، درست همانند مورد اثر کوتاه مدت بر فتوسنتز که قبلا در مقاله 17 گفته شد، چرا که امکان اینکه هیچ گونه اثری بر مقاومت روزنه تا روز 8 ام شناسایی گردد، وجود نداشت (جدول 2). افزایش نسبت مخزن به منبع هیچ گونه اثرات معنی داری بر پارامترهای برگ منبع اندازه گیری شده ایجاد نکرد ولی گرایش جزئی به میزان تثبیت CO2 بالاتر و محتوای نشاسته پایین تر وجود داشت.
شکل 1 نشان می دهد که میزان فتوسنتز در برگ منبع (طبق اندازه گیری 4 روز پس از تیمار) تحت تابع وارون تعداد غوزه های پنبه حذف شده در حالت فعال رشد بوده است. درحالیکه محتوای گلوکز تغییری نکرد، تجمع نشاسته و نیز سوکروز نیز تابعی از درصد غوزه های پنبه حذف شده بود (شکل 1B). برعکس، مقاومت روزنه تحت تاثیر حذف تا 60 درصد غوزه های پنبه قرار نگرفت و تنها افزایشی جزئی را نشان داد اگر بیشتر از آن تعداد حذف می گردید.
نه تنها ذخیره نشاسته بعد از حذف مخزن بزرگتر بود (شکل Fig.1B)، بلکه اثر حذف مخزن روی توزیع کربن 14C بین نشاسته و مواد محلول در اتانول در عرض 5 دقیقه پس از تامین کربن 14CO2 برای برگ منبع قابل مشاهده بود. در یک آزمایش مقدار 25±2% cpm از کل cpm در فراکسیون اتانول غیرمحلول در شاهد در مقایسه با مقدار 40±2% در مورد گیاهان دارای غوزه پنبه حذف شده یافت گردید.

تحقیق مفصل تر روی توزیع کربن 14C در میان انواع محصولات نهایی متابولیکی و واسطه های فتوسنتزی پس از 1 دقیقه از تامین 14CO2 در جدول IIIA خلاصه سازی شده است. از نظر کمّی، اثر حذف مخزن در برگهای جوان و پیر خیلی مشابه بود. همچنین، این اثر تا حد زیادی شبیه به الگویی است که قبلا برای خیار در مقاله 17 گزارش گردید. در کلیه سه مورد حذف مخزن تقریبا باعث کاهشی در مقادیر کربن 14C ترکیبی در PGA، P-انول پیرووات و سوکروز گردید. از سوی دیگر، در کلیه سه مورد این تیمار باعث افزایش کربن 14C ترکیبی در گلوکز 6-P به اضافه سدوهپتولوز 7-P ، فروکتوز 6-P ، UDP گلوکز، آلانین، آسپارتات (و در مورد برگهای جوان، همچنین در مالتوز) گردید.
الگوی ترکیب کربن 14C نشانگر این احتمال است که فسفات های قندی ممکن است در برگها بعد از حذف مخزن تجمع یابند. این احتمال بوسیله تحلیل های مستقیم اندازه های ذخایر برای گلوکز 6-P و فروکتوز 6-P بررسی گردید. جدول 4 نشان می دهد که افزایش معنی دار آماری در اندازه این ذخایر در واقع 3 روز بعد از حذف غوزه پنبه تظاهر یافت.
افزایش در مقدار فسفات باند شده به شکل فسفات های آلی که در جدول 4 نشان داده شد نشانگر آن بود که ممکن است کاهش مشابهی در محتوای فسفات آزاد سیتوپلاسمی، همراه با عواقبی در سنتز سوکروز و تشکیل نشاسته وجود داشته باشد. تعیین P1 سیتوپلاسمی، چون از تعیین آن در سایر بخشهای سلولی متفاوت بود، از دامنه تکنیک هایی که متداولا استفاده می شوند، فراتر است هر چند در حال حاضر روشی با استفاده از NMR پیشگام می باشد. با اینحال درباره اثر تنظیم کننده غلظت P1 داخلی در خیار و پنبه تحقیق کردیم. دیسک های برداشته شده از برگهای شاهد یا کمربندی در بافر فسفات 50mM، بافر تریس-مالئات 50mM (به عنوان شاهد)، یا روی مانوز 10mM (که مشخص گردید P1 سیتوپلاسمی را به صورت مانوز فسفات جداسازی می کند) شناور گردیدند. جدول 5 یافته های جالبی را نشان می دهد مبنی براینکه اثر تیمار مانوز در مورد گیاهان شاهد به میزان اساسی بود، ولی در گیاهان کمربندی خیلی جزئی بود. در پنبه و نیز خیار، ذخیره مانوز نسبت کربن 14C ترکیبی در نشاسته در دیسک های شاهد را افزایش داد که باعث کاهش کربن ترکیبی شناسایی شده در متابولیت های محلول اتانول گردید. همچنین باعث کاهش میزان تثبیت CO2 گردید.

برعکس، در دیسک های گرفته شده از برگهای کمربنددار هیچ گونه اثر قابل شناسایی روی ترکیب کربن 14C با نشاسته در هر کدام از گیاهان وجود نداشت و اثر خیلی کوچکتری روی تثبیت CO2 وجود داشت. از طرفی، تیمار با بافر فسفات بر برگهای کمربنددار بطور قوی تری نسبت به گیاهان شاهد اثر گذاشت. در هر دو گونه گیاهی، درصد کربن 14C ترکیبی با نشاسته تا حد موجود در دیسک های گرفته شده از برگ های بدون کمربندسازی کاهش یافت. اما تامین فسفات نتوانست میزان تثبیت CO2 را تا حد برگهای بدون کمربندسازی افزایش دهد.
نقش سوکروز در واسطه گری کنترل تثبیت CO2 و توزیع کربن 14C در میان محصولات فتوسنتزی نیز به کمک دیسک های برگ جدا شده مطالعه گردید. زمانیکه سوکروز به چنین دیسک هایی اضافه گردید، ترکیب کربن 14C با نشاسته به شدت تقویت گردید و تا غلظت 75 mM سوکروز رسید که در این حالت به وضعیت ثابت رسید (شکل 2). تثبیت CO2 در کل دامنه غلظت آزمایش شده دچار افت گردید. به نظر می رسد اثر سوکروز به جای اینکه یک پدیده اسموزی باشد از نوع متابولیکی است چرا که بنا به این حقیقت اثبات گردید که وقتی مانیتول جانشین سوکروز شد، تثبیت CO2 تحت تاثیر غلظت مانیتول خارجی به اندازه 100 mM نبود (شکل 2).
در تعدادی از موارد، تغذیه با قند بر درصد ترکیب کربن 14C در محصولات متابولیکی به شیوه ای مشابه با حذف مخزن اثر گذاشت (جدول 4). ترکیب کربن در آلانین افزایش یافت، درحالیکه در سوکروز، فروکتوز، PGA، و P-انول پیرووات کاهش یافت بویژه به شکل متنابهی در P-انول پیرووات که حتی با یک غلظت سوکروز خارجی به میزان 50 mM ، ترکیب 14C تا حدود دوسوم کاهش یافت (جدول 4).
در مورد لوبیا، که یک عضو گروه بدون پاسخ گیاهان بود (جدول1)، حذف ساقه و برگهای جوان سه برگچه ای بر میزان تثبیت CO2 برگهای منبع اثری نداشت (جدول 7). با اینحال، افزایش برجسته محتوای نشاسته (ولی نه قند) در برگهای منبع وانگهی قابل شناسایی بود. این تایید که میزان سنتز نشاسته قویا تحت تاثیر حذف مخزن می باشد می تواند در این حقیقت نهفته باشد که 3 روز پس از تیمار، به ترتیب 68 درصد و 28 درصد از 14CO2 تثبیت شده طی یک دوره 60 ثانیه ای در نشاسته در حالت های کمربندسازی و حذف مخزن در مقایسه با میزان 15 درصد در برگهای شاهد ترکیب گردید.

مقالات انگلیسی و ترجمه های فارسی رایگان با فرمت PDF آماده دانلود رایگان میباشند

همچنین ترجمه مقاله با فرمت ورد نیز قابل خریداری و دانلود میباشد

مقاله انگلیسی رایگان (PDF)

ترجمه فارسی رایگان (PDF)

خرید ترجمه با فرمت ورد

فهرست مقاله:

چکیده

استفاده از برنامه روشنایی در پرورش طیور

حیوانات و دریافت نور

به روز رسانی تحقیقات بر روی برنامه های روشنایی و پرورش طیور

رنگ نور سنج

رنگ نور سنج ها

شدت نور نیز به همان اندازه مهم است

مزایای اقتصادی استفاده از برنامه های روشنایی ال ای دی

بخشی از ترجمه فارسی مقاله:

 استفاده از برنامه روشنایی در پرورش طیور
در پرورش حیوانات، درک این که حیوانات چگونه از نور محیط خود اطلاعات دریافت می کنند بسیار مهم است زیرا تحریک نور و روشنایی یکی از ابعاد زیست محیطی کلیدی برای شروع و هم زمان سازی بسیاری از فرایند های فیزیولوژیکی در بدن حیوان است( تولید مثل). نوع نور در محیط نیز بر رفتار حیوان اثر دارد از جمله فعالیت تغذیه ای، فرایند های فیزیولوژیگی حیوانات نظیر سرعت رشد و نیز شرایط کلی( سطح استرس).
انسان، اطلاعاتی را در مورد نور در محیط از طریق چشم خود دریافت می کند. این موسوم به تحریک رتینال است. با این حال حیوانات دیگر، اطلاعاتی را در مورد نور در محیط از طریق سنسور های دیگر در بدن خود دریافت می کنند. به طور کلیف این ساختار ها موسوم به گیرنده های نوری رتینال است. حیوانات مختلف دارای گیرنده های نوری اضافی می باشند( فوستر و سونی 1998ف ویگ و همکاران 2002)
این مقاله بر پرورش طیور و کاربرد برنامه های روشنایی برای افزایش سود اوری تاکید دارد با این حال لازم به ذکر است که اصول به کار رفته شده یکسان می باشد تا بتوان به طور موفق از آن ها در پرورش انواع حیوانات استفاده کرد
حیوانات و دریافت نور
در چشم همه حیوانات، اطلاعات دریافتی توسط مغز بستگی به ساختار ها در چشم جذب کننده نور دارد. این ساختار ها موسوم به گیرنده های نوری هستند. انواع مختلف گیرنده های نوری ، طول موج های مختلفی را جذب می کنند. از این روی در صورتی که گیرنده های نوری در حیوانات با طول موج خاص پیدا نشود، حیوان قادر ب دریافت نور از طریق حضور خود در محیط نخواهد بود. برای مثال،انسان فاقد گیرنده های نوری برای نور فرا بنفش بوده و از این روی نمی تواند آن را درک کند.
از سوی دیگر، جوجه ها و طیور دارای گیرنده های نوری برای نور فرابنفش بوده و به آن واکنش می دهند. به این ترتیب زمان استفاده از برنامه های نور افشانی برای درک واکنش حیوانات از اهمیت زیادی برخوردار است و به این ترتیب نوع ادراک از نور مهم می باشد. یک ملاحظه مهم زمانی باید در نظر گرفته شود که در مورد شدت نور تصمیم گیری شود. نه تنها گیرنده های نوری مختلف به طور انتخابی به رنگ های متعدد حساس هستند، بلکه آن ها به شدت نور نیز می توانند حساسیت داشته باشند. توانایی تحریک شدن توسط شدت های نوری مختلف در محیط بستگی به نوع گیرنده نور ندارد و این در حالی است که این عامل به شدت بستکی به تعداد گیرنده های نوری دارد. این مسئله موجب بروز تفاوت در سطح نور دریافت شده توسط حیوان می شود. حقیقت این است که انسان و طیور دارای گیرنده های نوری متفاوتی هستند و در عین حال تعداد متفاوتی از برخی از گیرنده ها را بایستی برای تعیین برنامه های نور افشانی برای طیور در نظر گرفت. اگرچه انسان و طیور می توانند هر دو رنگ آبی را تشخیص دهند با این حال طیور دارای گیرنده های نوری بیشتری هستند و نور بیشتری را از رنک در محیط نسبت به انسان دریافت می کنند.( لوییس و موریس 2000).
از آن جا که حیوانات مختلف طیف نوری یکسانی را در محیط به طور متفاوت دریافت می کنند، یک پرورش دهنده قادر به استفاده از شاخص های اندازه گیری ادراک انسان از نور در محیط برای تعیین برنامه های روشنایی نیست. برای انجام اندازه گیری های مناسب یک کشاورز یا پر ورش دهنده بایستی از پارامتر های مختلف برای اندازه گیری استفاده کند که نشان دهنده ادراک حیوانات از نور محیط است.تا کنون ما در مورد ادراک از نور در محیط توسط حیوانات مختلف از طریق چشمان حیوان صحبت کردیم. توجه ویژه ای بایستی به تحریک نور رتینال خارجی شود که یک شیوه دریافت نوری است که انسان فاقد آن است ولی در بسیاری از حیوانات فعال است. طیور همانند بسیاری از مهره داران می توانند از طریق ساختار های بدنی به غیر از چشمان خود نور را دریافت کنند که این از طریق گیرنده های نوری فوق رتینال صورت می گیرد( لوییس موریس 2000، منکار و اندروود 1976).
غده پینه آل، که در بالای مغز پرنده قرار دارد، یکی از این گیرنده های نوری رتینال است. طیور ، دارای گیرنده های نوری مغزی هستند که در قاعده مغز قرار دارند. مشابه با چشمان آن ها، گیرنده نوری رتیتال مغز را تحریک کرده و در نتیچجه موجب تحریک پاسخ های فیزیولوژیکی شده و بر رفتار حیوان اثر دارد. این نوع تحریک نوری را نمی توان در زمان برنامه های روشنایی پرورش گاه طیور نادیده گرفت زیرا اثرات برجسته ای بر روی تولید و سود اوری دارد. برای مثال نور ابی در سالن طیور موجب کاهش استرس پرنده ها می شود( لوییس و موریس 2000). این پاسخ به نور موجب افزایش پاسخ ایمنی پرنده شده و در عین حال خطر و هزینه های درمانی را به شدت کاهش می دهد(سون و هم کاران 2014) سطح بقای بالاتر در طیور و هزینه تولید کم تر موجب افزایش سود اوری می شوند

بخشی از مقاله انگلیسی:

THE USE OF LIGHTING PROGRAMS IN TODAY’S FARMING

In farming, it is important to understand how different animals receive information from the light in their environment because light stimulation is one of the key environmental cues for initiation and synchronization of many physiological processes in an animal’s body (i.e. reproduction). The type of light in its environment also affects an animal’s behavior, such as feeding activity; the animal’s physiological processes, such as rate of growth; as well as overall condition (i.e. stress levels). Humans receive information about the light in their environment through their eyes only; this is called retinal stimulation. However, other animals receive information about the light in their environment through their eyes AND through other sensors in their bodies. Overall, these structures are called “extra retinal” photoreceptors. Different animals have different extra retinal photoreceptors (Foster & Soni, 1998; Vigh et al., 2002). This paper concentrates on poultry farming and the application of lighting programs to increase profitability, however it is important to note that the same principals can and are being used quite successfully in agriculture enterprises involving all types of animals.

ANIMALS AND LIGHT PERCEPTION

In the vision of all animals, the information the brain receives about light is dependent on structures in the eye that absorb the light. These structures are called photoreceptors. Different types of photoreceptors absorb different types (wavelengths) of light. Therefore, if a specific photoreceptor is not found in the animal for a certain wavelength of light, the animal will not perceive the light even though it is present in the environment. For instance, humans do not have photoreceptors for ultraviolet light (300 nm wavelength) and therefore cannot perceive it even when it is present in the environment.On the other hand, chickens do have photoreceptors for UV light and are aware of it and react to it. Thus, it is important when establishing an effective lighting program to understand that it is not the color of light in an animal’s environment as much as the animal’s ability to perceive that color which needs to be considered. The same consideration must be made when deciding lighting intensity. Not only are the different photoreceptors selectively sensitive to different colors of light (wavelength) but they are also differentially sensitive to light intensity. The ability to be stimulated by different intensities of light in the environment is not so much dependent on the type of photoreceptor, although this is a factor, but more significantly on the number of these photoreceptors. This makes the difference on the level of light that the animal can perceive. The fact that human and poultry not only have different types of photoreceptors but also different numbers of some photoreceptors is important to remember when establishing intensity of lighting programs for poultry. Although humans and poultry can both see blue color, poultry have more photoreceptors for this color and therefore perceive more light of this color in the environment than a human would (actually 12 times more) (Lewis & Morris, 2000). Since different animals perceive the same lighting in an environment differently, a farmer cannot use measurements of the human perception of light in an environment to establish appropriate lighting programs for his farm animals. For truly appropriate lighting measurements, a farmer should use select photometers designed to give measurements representing the farm animal’s perception of light in the environment. Up until now, we have discussed the perception of light in the environment by different animals through the animal’s eyes. Attention must also be given to “extra retinal” light stimulation, a way of perceiving light that humans no longer have but which still remains active and viable in many animals. Poultry, like many other vertebrates, can light in the environment through bodily structures other than their eyes– these are known as “extra-retinal” photoreceptors (Lewis & Morris, 2000; Menaker & Underwood, 1976). The pineal gland, which sits on top of the brain in a bird, is one of these extra retinal photoreceptors. Poultry also have deep brain photoreceptors that lie at the base of the brain. Similar to the response in the eyes, extra-retinal light perception stimulates the brain and consequently can trigger physiological responses and affect the animal’s behavior. This type of light stimulation cannot be overlooked when establishing lighting programs for poultry, as it can have pronounced impact on production and therefore profitability. For instance, blue light in a poultry barn reduces stress on the birds (Lewis & Morris, 2000). This response to light can increase the bird immune response (Seon et al., 2014), which in turn can reduce the risk of and treatment costs of infection to certain diseases. Higher survival levels in the flock and lower costs of production support profitability.