زمانبندی گلدهی

The Timing of Flowering1

مبتدی (مناسب برای درک مفهوم کلی مطلب)

F1924

 در Arabidopsis سالانه در فصل زمستان، بلوک پاسخگوی- تسریع رشد گیاه با قرار گرفتن در دماهای سرد برای گلدهی نیاز به تعامل دو ژن دارد، FLOWERING LOCUS C (FLC)  و FRIGIDA  (FRI; Michaels and Amasino, 1999; Sheldon et al., 1999; Johanson et al., 2000).. FLC یک فاکتور رونویسی حاوی دامنه MADS است که به عنوان یک سرکوب کننده گلدهی عمل می کند، و FRI ژن گیاهی خاص برای عملکرد بیوشیمیایی ناشناخته است که برای سطوح بالایی از بیان FLC مورد نیاز است. FLC به طور مستقیم با سرکوب مروج های کلیدی گلدهی،FT ، SOC1 ، و FD مانع از گلدهی می شود (Michaels، 2009؛ شکل 1). تسریع رشد گیاه با قرار گرفتن در دماهای سرد، گلدهی را در روزهای طویل فصل بهار به سرعت از طریق سرکوب FLC برای گیاهان سمیسر می سازد (شکل 1). FRI و FLC برای اولین بار از نظر ژنتیکی در تلاقی های بین زمستان-سالانه و چرخه-سریع شناسایی شدند (Napp-Zinn, 1979; Burn et al., 1993; Lee et al., 1993; Clarke and Dean, 1994; Gazzani et al., 2003; Michaels et al., 2003) . سالانه های زمستان شامل ژن های ناهمسان مجاور عملکردی برای هر دو ژن می شود، در حالی که الحاق چرخه-سریع شامل جهش های افت/کاهش عملکرد در هر دو FRI یا FLC می شود ( Kim و همکاران، 2009). بنابراین، الحاق چرخه-سریع از سالانه های زمستان با تسریع رشد گیاه با قرار گرفتن در دماهای سرد توسط تعامل FRI و FLC تکامل می یابد.

 پس از اینکه زمستان گذشت، یک “حافظه” دائم از فصل زمستان در بسیاری از گونه های گیاهی وجود دارد (یعنی حالت تسریع شده رشد گیاه در دمای سرد، در طی رشد بعدی و تقسیم سلولی میتوزی پایدار است). ثبات میتوزی در غیاب سیگنال القاکننده (سرد) یک تعریف کلاسیک از یک تغییر اپی ژنتیک حالت است (Amasino، 2004). در Arabidopsis، ماهیت اپی ژنتیک حالت تسریع شده رشد گیاه در دمای سرد از یک سری از تغییرات برای کروماتین FLC حاصل می شود که نتیجه آن از نظر تقسیم سلولی، سرکوب پایدار است. به طور خاص، سطوح دو تغییر سرکوبگر، trimethylation Histone H3 در Lys -9  (H3K9) و Lys -27  (H3K27)، در کروماتین FLC در طول و پس از مواجهه با سرما افزایش می یابد ( Bastow و همکاران، 2004 ؛ song وAmasino ، 2004 ). متیلاسیون H3K27 در FLC، منجر به فعالیت سرکوبگر Polycomb می شود Complex2  (PRC2) که برای اولین بار در حیوانات شناخته شده است و در یوکاریوت ها (Kim و همکاران، 2009) حفظ شده است. در طی مواجهه سرما، VERNALIZATION INSENSITIVE3  (VIN3)، ژن کد کننده یک جزء خاص گیاه از مجموعه PRC2 که برای سرکوب FLC ضروری است، القا می شود ( Wood و همکاران، 2006 ؛ De Losia و همکاران، 2008). مجموعه PRC2 در گیاهان و حیوانات در سرکوب تعداد زیادی از ژن ها درگیر می شوند، اما در Arabidopsis ، VIN3 ناشی از سرما، یک جزء خاص برای روند تسریع رشد گیاه با قرار گرفتن در دماهای سرد است؛ بنابراین، نسخه VIN3 حاوی PRC2، به احتمال زیاد یک زیر مجموعه خاص از ژن های تسریع رشد گیاه در سرما را هدف قرار می دهد. یک خانواده از از ژن های VIN3 مانند در Arabidopsis (Kim و همکاران، 2009) وجود دارد، و به این دلیل که VIN3 به طور خاص برای خاموش کردن واسطه-تسریع رشد گیاه با قرار گرفتن در دماهای سرد FLC حیاتی است، یک موضوع جذاب برای حل و فصل نمودن می باشد. جالب توجه است که در هنگام مواجهه با سرما، یک افزایش گذرا در بیان غیررمزگذاری RNA مکمل برای FLC معروف به COOLAIR  ( Swiezewskiو همکاران، 2009) وجود دارد، اما باید مشخص شود که چه نقشی را در صورت وجود، این RNA در سرکوب نمودن FLC واسطه-تسریع رشد گیاه با قرار گرفتن در دماهای سرد بازی می کند.

سرکوب Polycomb در حیوانات به طور معمول شامل متیلاسیون H3K9 می شود، در حالی که سرکوب FLC شامل متیلاسیون H3K9 و H3K27 می شود. متیلاز درگیر در متیلاسیون واسط-تسریع رشد گیاه با قرار گرفتن در دماهای سرد H3K9 شناسایی نشده است، اما پروتئین VERNALIZATION1 خاص گیاه (VRN1) و یکی از بستگان گیاه از پروتئین برای اولین بار در حیواناتی شناسایی شدند که H3K9 متیله شده متصل (مانند HETERCHROMATIN PROTEIN1 [LHP1]) برای حفظ متیلاسیون H3K9 و سرکوب FLC نیاز می شود (Kim و همکاران، 2009). جالب است که در حیوانات، یک مجموعه Polycomb به نام PRC1 در حفظ سرکوب واسطه-Polycomb درگیر است، اما گیاهان جزء PRC1 ندارند، بنابراین، VRN1 و LHP1 ممکن است یک نقش PRC1 مانند را ایفا نماید.

کنترل مستقل گلدهی
در Arabidopsis، دو مستقل از مسیر متضاد، سطح این تسریع را برای ظهور FLC تنظیم می نمایند. FLC به طور مثبت توسط مسیر FRI تنظیم می شود و به طور منفی توسط یک گروه از ژن های جمعی به عنوان مسیرهای ارتقاء مستقل گل تنظیم می شود. در زمستان سالانه، مسیرFRI ، برای مسیری خود مختار عمل می کند و بیان FLC را برای ایجاد گلدهی پاسخگوی-تسریع رشد گیاه با قرار گرفتن در دماهای سرد فعال می کند. در حالت چرخه سریع، که به طور معمول فاقد ژن های ناهمسان مجاور عملکردی FRI است، مستقل از مسیر، FLC را سرکوب می کند؛ به این ترتیب، جهش های بازگشتی مستقل از مسیر، با توجه به سطح بالایی از بیان FLC، گلدهی را به تاخیر می اندازد و پاسخگوی تسریع رشد گیاه با قرار گرفتن در دماهای سرد است. این مهم است که توجه داشته باشید که تسریع رشد گیاه با قرار گرفتن در دماهای سرد، بیان FLC را بدون تأثیر بر بیان ژن FRI و یا خودمختار-مسیر سرکوب می کند. این و همچنین داده های دیگر نشان می دهد که اثر FRI و مستقل از مسیر در FLC فی نفسه مقرراتی به نظر نمی رسد، بلکه آنها از طریق فعال سازی بنیادی / سرکوب در ایجاد سطوح اساسی بیان FLC درگیر می شوند.
اگرچه چرخش ژنتیکی که توسط آن FRI و مسیر مستقل، بیان FLC را کنترل می کند، بخوبی ایجاد می شود، دانش ما از مکانیزم مولکولی محدود باقی مانده است. فعالیت های بیوشیمیایی پیش بینی شده بسیاری از پروتئین های مستقل از مسیر نشان می دهد که سرکوب FLC ممکن است شامل یک جفت از اتصال / فرآوری RNA و حوادث بازسازی کروماتین باشد (Kim و همکاران، 2009 ؛ Michaels، 2009). سه پروتئین،FCA ، FPA، و FLOWERING LOCUS K، شامل حوزه های متصل RNA می شوند و پروتئین چهارم، FY، همسانی با عوامل فرآوری RNA را نشان می دهد . علاوه بر این، جهش های دوبل dicer-like1 dicer-like3 دارای سطوح بالایی از FLC هستند که نشان می دهد که فرآوری کم RNA می تواند نقشی را در سرکوب FLC ایفا کند. سایر پروتئین های مستقل از مسیر کار خود را می کنند و یا پیش بینی می شود که کار خود را انجام دهند، مانند methyltransferases Histone (به عنوان مثال تعدادی از اعضای خانواده PRMT) یا demethylases Histone (به عنوان مثال FLOWERING LOCUS D and RELATIVE OF EARLY FLOWERING6). یکی از چالش های عمده باقی مانده در Arabidopsis، تعیین چگونگی عملکرد با هم عناصر RNA و مرتبط با chromatin برای تنظیم سطح بیان FLC است. یکی از چیزهایی که به تازگی مشخص شده است اینست که عملکرد بسیاری از ژن های به اصطلاح مستقل از مسیر به تنظیم زمان گلدهی محدود نمی شود. اگرچه فنوتیپ های جهش های تک مستقل از مسیر تا حد زیادی به گلدهی تاخیریافته محدود می شود، برخی از جهش های دوبل مستقل از مسیر نشان دهنده فنوتیپ های pleiotropic قوی است و بسیاری از جهش های مستقل از مسیر نشان دهنده نقص در خاموشی ژن است (Baurle و همکاران، 2007؛ Veley و Michaels، 2008). جالب توجه است که افت- خاموش نمودن-ژنهای فنوتیپ ها با تغییرات در متیلاسیون DNA در جایگاه آسیب دیده ارتباط دارد. این واقعیت که متیلاسیون DNA در منبع FLC مشاهده نشد، نشان می دهد که پروتئین های مستقل از مسیر ممکن است در مسیرهای متعدد سرکوبگر شرکت نمایند.
غربالگری های ژنتیکی انجام شده در زمینه های جهش حاوی FRI یا مستقل از مسیر نیز بسیاری از ژن های مورد نیاز برای سطوح بالای بیان FLC را شناسایی نموده اند (Michaels ، 2009 Kim و همکاران، 2009 ). شاید جای تعجب نیست که بسیاری از این پروتئین ها با فعال کردن تغییرات Histone مرتبط می شوند. برای مثال، چنین غربالگری هایی، اجزای یک کمپلکس عامل 1 پلی مراز RNA مرتبطII را شناسایی کرده اند که فعالسازی متیلاسیون H3K4 و H3K36 و کمپلکس های دیگر را ارتقا می دهد که رسوب گونه Histone H2A.Z را ارتقا می دهد. اگر چه اکثریت این ژنها به سطح بالایی از بیان FLC در زمینه های جهش حاوی FRI یا مستقل از مسیر نیاز دارند، جالب است که برخی ژن ها، از قبیلFRI-LIKE1, SUPPRESSOR OF FRI4, و FRI ESSENTIAL1 تنها برای تنظیم بالای FLC توسط FRI مورد نیاز هستند (Michael و همکاران، 2004؛ Schimt و همکاران، 2005 ، Kim و همکاران، 2006 ؛ Kim و Michael ، 2006) . بنابراین، از نظر مکانیسم مولکولی، فعالسازی FLC در یک جهش مستقل از مسیر دقیقا همان فعالسازی FLC توسط FRI نیست. کشف روابط مولکولی بین اجزای مشترک و خاص مسیر که به طور مثبت FLC را تنظیم می کنند جالب توجه خواهد بود.
چه ژن های FLC مانند، گلدهی را سرکوب نماید و چه ننمایند، یک سوال آزاد باقی می ماند. این امکان وجود دارد که مسیرهای مبتنی بر FLC توضیح داده شده در بالا چهارراه های خاص باشند، با این حال، دیگر مسیرهای مستقل ممکن است گسترده تر باشند. یک micro RNA، miR156، درگیر در زمانبندی گذار نوجوان به بالغ در ذرت (ذرت) و Arabidopsis وجود دارد و ظهور این microRNA، گلدهی را به تاخیر می اندازد در حالی که ظهور micro RNA دیگر، miR172، گلدهی را تا حدودی با آرام نمودن سرکوبFT ترویج می دهد (Fornara Coupland 2009، برای اطلاعات بیشتر در مورد miRNA ها و انتقال فاز، Poethig، 2010 را ببینید). بیان این microRNAها تا حدودی، تحت کنترل رشد است، بنابراین، این سیستم می تواند به عنوان یک مسیر مستقل حفاظت شده تر در نظر گرفته شود.

ادغام فتوپریود و تسریع رشد گیاه با قرار گرفتن در دماهای سرد
همانطور که در بالا بحث شد، به نظر می رسد مسیر اصلی فتوپریود در گیاهان گلدار حفظ شود، و همانطور که در شکل 1 نشان داده شده است، در Arabidopsis، چرخش چگونگی تعامل تسریع رشد گیاه با قرار گرفتن در دماهای سرد و معابر فتوپریودی مشخص است: FLC، بیان مروج های گلدهی (یکپارچه سازها) را تا زمانی که این سرکوب از طریق خاموش کردن FLC توسط تسریع رشد گیاه با قرار گرفتن در دماهای سرد حذف شود، سرکوب می کند. با این حال، در غلات و حبوبات، مسیر تسریع رشد گیاه با قرار گرفتن در دماهای سرد از مسیر Arabidopsis متمایز است. در مسیر غلات، سرکوب کننده گل، VRN2، مانند FLC، در هنگام مواجهه با سرما خاموش می شود. با این حال، FLC یک پروتئین جعبه MADS است، در حالی که VRN2 یک پروتئین انگشت-روی است که یک هومولوگ در ژنوم Arabidopsis ندارد. بیان FLC صرفا توسط سرما سرکوب می شود، در حالی که در غلات و حبوبات، بیان VRN2 به واسطه روزهای کوتاه و سرد، و القاء ژن هویت بافت جنینی VERNALIZATION1 سرکوب می شود (توجه داشته باشید که در غلات، VERNALIZATION1، یک ژن جعبه MADS نامربوط در توالی اسید آمینه برای Arabidopsis VRN1 است).
با وجود اختلافات آنها، یک ویژگی مشترک واسطه بین تسریع رشد گیاه با قرار گرفتن در دماهای سرد و مسیرهای فتوپریود در Arabidopsis و غلات و حبوبات وجود دارد: هر دوی FLC و VRN2، FT ژن مسیر فتوپریودی کلیدی را سرکوب می کنند (VRN3 در غلات و حبوبات). این مثالی از تکامل همگرا در رابط مسیر است که شاید تعجب آور نباشد. در مقابل مسیر قدیمی فتوپریود، مسیرهای تسریع رشد گیاه با قرار گرفتن در دماهای سرد پس از انشعاب گروه های عمده ای از گیاهان گلدار، به عنوان یک انطباق با محیط جدید ایجاد شده توسط تغییرات آب و هوا و رانش قاره ای به وجود می آیند (Amasino، 2010). زمانی که مسیرهای تسریع رشد گیاه با قرار گرفتن در دماهای سرد تکامل می یابند، FT، یک نقطه تنظیم اولیه را برای سرکوب گل ارائه می دهد. تعیین این مورد خیلی جالب خواهد بود که چگونه مسیرهای تسریع رشد گیاه با قرار گرفتن در دماهای سرد در گروه های دیگر از گیاهان ” ساخته ” می شوند و چگونه این مسیرها ظهور FT را هدف قرار می دهند.
گیاهان چگونه سرمای طولانی زمستان را حس و اندازه گیری می کنند و تبدیل آن به پاسخ تسریع رشد گیاه با قرار گرفتن در دماهای سرد شناخته نشده است. یک خروجی از این سیستم حسگر سرما در Arabidopsis، القای ظهور VIN3 و ظهور فزاینده COOLAIR RNA است. با این حال، در حال حاضر، تنوع ژنتیکی ( یعنی جهش یا تغییرات طبیعی) در سیستم های حسگر سرد مشخص نشده است، و هیچ سرنخ بیوشیمیایی برای چگونگی عملکرد این سیستم وجود ندارد. درک مبنای مولکولی این مورد که گیاهان چگونه سرمای طولانی مدت را برای تسریع رشد گیاه با قرار گرفتن در دماهای سرد و شکستن خواب جوانه حس می کنند و اینکه آیا چنین سیستمی حفظ می شود و یا به طور مستقل چند بار تکامل می یابد، بسیار جالب توجه و چالش برانگیز است همانطور که به عنوان موردی برای قطعات پایین دست مسیر تسریع رشد گیاه با قرار گرفتن در دماهای سرد در غلات و Arabidopsis به نظر می رسد.

تنظیم الگوی گلدهی توسط ژن های زمان گلدهی

Regulation of Floral Patterning by Flowering Time Genes

Abstract

Floral patterning in Arabidopsis requires activation of floral homeotic genes by the floral meristem identity gene, LEAFY (LFY). Here we show that precise activation of expression of class B and C homeotic genes in floral meristems is regulated by three flowering time genes, SHORT VEGETATIVE PHASE (SVP), SUPPRESSOR OF OVEREXPRESSION OF CONSTANS 1 (SOC1), and AGAMOUS-LIKE 24 (AGL24), through direct control of a LFY coregulator, SEPALLATA3 (SEP3). Orchestrated repression of SEP3 by SVP, AGL24, and SOC1 is mediated by recruiting two interacting chromatin regulators, TERMINAL FLOWER 2/ LIKE HETEROCHROMATIN PROTEIN 1 and SAP18, a member of SIN3 histone deacetylase complex. Our finding of coordinated regulation of SEP3 by flowering time genes reveals a hitherto unknown genetic pathway that prevents premature differentiation of floral meristems and determines the appropriate timing of floral organ patterning.

1 Introduction

Although flowers generated from different plant species are extensively diversified, the underlying genetic and molecular mechanisms that regulate flower development are highly conserved. InArabidopsis, our understanding of the mechanisms controlling flower development are encapsulated in the ‘‘ABC’’ model, which describes how each whorl of floral organs is determined by a combinatorial action of the A, B, and C class floral homeotic genes (Bowman et al., 1991; Coen and Meyerowitz, 1991). Further discovery of the SEPALLATA (SEP) genes has led to a revised ‘‘ABCE’’ model, in which the E class SEP genes function redundantly with other homeotic genes in specifying floral organs (Ditta et al., 2004; Goto et al., 2001; Pelaz et al., 2000; Theissen and Saedler, 2001).

A key regulator of early floral patterning is the floral meristem identity gene, LEAFY (LFY), which is expressed throughout young floral meristems and activates various floral homeotic genes in combination with other regulators (Parcy et al., 1998; Weigel et al., 1992). LFY directly activates APETALA1 (AP1), which plays dual roles in specifying the floral meristem and acting as a class A gene to determine the identity of perianth organs (Mandel et al., 1992; Wagner et al., 1999). Activation of a class B gene, APETALA3 (AP3), which determines petals and stamens, requires the concerted action of LFY, AP1, and UNUSUAL FLORAL ORGANS, an F box gene (Ng and Yanofsky, 2001; Parcy et al., 1998). LFY also cooperates with a homeobox gene, WUSCHEL (WUS), to activate the class C gene, AGAMOUS (AG), which specifies the identity of stamens and carpels (Lenhard et al., 2001; Lohmann et al., 2001). These observations have demonstrated an indispensable role of LFY in mediating early floral patterning, which leads to the spatially restricted expression of floral homeotic genes described in the ABC model.

Although the expression of class B and C genes is reduced in lfy-6 null mutants, their expression is not abolished (Weigel and Meyerowitz, 1993), indicating that some other factors may also contribute to activation of floral homeotic genes. In this study, we report that a genetic pathway mediated by three flowering time genes, SHORT VEGETATIVE PHASE (SVP), SUPPRESSOR OF OVEREXPRESSION OF CONSTANS 1 (SOC1), and AGAMOUSLIKE 24 (AGL24), is required for the regulation of early floral patterning in Arabidopsis. These three genes encode closely related MADS box transcription factors involved in the control of flowering time (Hartmann et al., 2000; Lee et al., 2000; Michaels et al., 2003; Yu et al., 2002). In the emerging floral meristems, the expression of these genes is normally downregulated by AP1 to prevent the reversion of floral meristems into various shoot structures (Liu et al., 2007; Yu et al., 2004). Their single and double mutants produce normal flowers under standard growth temperature except for svp-41 agl24-2, in which several flowers at basal positions of the inflorescence show mild floral defects (Gregis et al., 2006). The defects are enhanced by growing at a higher temperature (e.g., 30C) or in the background of ap1 mutants, indicating the involvement of AP1 and these flowering time genes in flower development.

By investigating dramatic floral defects in the triple mutant soc1-2 agl24-1 svp-41, we have found that these three flowering time genes control floral patterning by directly preventing the ectopic expression of SEP3, a member of the class E genes, which acts with LFY to activate class B and C gene expression in stage 3 floral meristems. To maintain SEP3 chromatin in a silenced state, SVP interacts with TERMINAL FLOWER 2/LIKE HETEROCHROMATIN PROTEIN 1 (TFL2/LHP1) to modulate trimethylation of histone H3 lysine 27 (H3K27me3), while SOC1 and AGL24 interact with SAP18, a member of Sin3/histone deacetylase (HDAC) complex, to modulate histone H3 acetylation. Our results suggest that orchestrated repression of SEP3 by flowering time genes prevents premature differentiation of floral meristems and determines the timing of floral organ patterning.

مقاله انگلیسی رایگان

ترجمه فارسی رایگان 

بخشی از ترجمه فارسی:

خلاصه
ژن های sistm2, sistm1 (ارتولوگ های مریستم های ساقه آرابیدوپسیس) و SICUC (یک ارتولوگ کوتیلدون 1 به شل cuc2, cup) از گونه های دو پایه silene latifolia پیشنهاد شده است که الگو موقوف سازی مادگی در نمو گل ها را کنترل می کند. در یک جهش یافته از silene latifolia (k.34) هیپ نری را تولید نمی کند اما فقط گل های بدون جنسیت و ماده های ناقص (شبه ماده) تولید می کند هر دو متعلق به یک فرد، مادگی به طور کامل در گل های بدون جنسیت متوقف شده است و در گل های شبه ماده به طور جزئی متوقف شده است. برای تشخیص اینکه این 2 فنوتیپ اپی ژنتیک در نمو مادگی توسط تغییرات در بیان sicuc , sistm ایجاد می شوند ما هیبریداسیون آزمایشگاهی با پراب های sicuc , sistm اجرا کرده ایم. ما دو الگوی متفاوت از بیان ژن در شکوفه های گل قبل از شروع تمایز فنوتیپی یافته ایم که مشابه بیان معکوس 2 ژن توصیف شده در گیاهان نر و ماده نوع وحشی است. در شکوفه های جوان گل k.34، 14 درصد از ساختارهای نمو یافته ماده را نشان می دهند و بقیه نر تعیین می شوند این نسبت با نسبت گل های شبه ماده به بدون جنسیت برابر است سرانجام توسط گیاهان k.34 تولید می شود. همان نسبت (7-16) تنها در جهش یافته های اصلی یافت نمی شود بلکه در نسل های اول و دوم بک کراس و در کلون های رویشی جهش یافته اصلی نیز یافت می شود. بنابراین الگوهای بیان sicuc , sistm معکوس در k.34 برابر الگوهای موقوف سازی مادگی در نوع وحشی هستند، پیشنهاد می کند که جهش یافته های مسئول برای 2 ژنوتیپ جهش یافته مخالف sicuc , sistm عمل می کند.
مقدمه
ژن های مریستم ساقه (STM) و کوتیلیدون به شکل CUP در نمونه نهاندانگان آرابیدوپسیس تالیانا در عملکرد مریستم ساقه و گل مرکزیت دارد. در آرابیدوپسیس ژن STM که یک فاکتور رونویسی قوی و knotted1 پروتئین همودایفر را کد می کند برای حفظ سلول های تمایز نیافته در مریستم ساقه و برای تصحیح تکثیر سلول ها در مریستم گل مورد نیاز است. ژن STM در مریستم رأسی ساقه، گل آذین و مریستم های گل بیان می شود همچنین در بافت های آوندی و در حدود بین حلقه ها بیان می شود.
رونوشت های STM در پریموردیوم های اولیه گل تنظیم می شوند.
ژن های CUC (CUC3,CUC2,CUC1) اعضای خانواده NAC (cuc, ATAF, NAM) از فاکتورهای رونویسی را کد می کنند. آن ها در انتشار و حفظ اندام های مرزی در رأس ساقه، گل آذین و مریستم های گل شرکت دارند بیان ژن cuc در یک یا دو ردیف از سلول هایی که با حدود هر اندام پریموردیوم برابرند، اتفاق می افتد. Breuil نشان داده است که cuc2 با یک فقدان تکثیر سلول خصوصا در حدود حلقه ها در ارتباط است لوپ های feedback منظم بین ژن های cuc, STM در مریستم های رأسی جنین آرابیدوپسیس وجود دارد. Zlurora sistm2, sistm1 (اتهولوگ های STM) و sicuc (ارتولوگ cuc2,cuc1) را در گیاه دو پایه سیلنه تشخیص داده است. آن ها هیبدریداسیون آزمایشگاهی با (sistm2,sistm1) sistm , sicuc روی گل های نر جو و گل های ماده انجام داده اند و تفاوت هایی بین گل های نر و ماده در الگو بیان ژن هایشان یافته اند. در گل های ماده در سطح 2 رونوشت های sistm در قمست مرکزی مریستم (ناحیه مادگی) بیان می شوند اما رونوشت های sicuc اینگونه نبودند. در گل های نر در همان سطح رونوشت های sistm در ناحیه مادگی غایب بودند در حالی که رونوشت های sicuc حاضر بودند. بنابراین به نظر می رسد که sicuc , sistm الگوی موقوف سازی مادگی را در سیلند در سطح اولیه هم در ماده و هم در نر کنترل می کند.
در سیلنه، گیاهان نر یک جفت کروموزم جنسی دو شکل (y,x) دارند در حالی که ماده ها یک جفت کروموزوم جنسی هم شکل دارند (x,x) در گل های نر حضور کروموزوم y منجر به توقف نمومادگی و ساخت یک ساختار شبه عصا می شود (بیشتر از 5 برچه ی لقاح یافته در گل های ماده یافت شده است). مسیر توقف سازی نمو برچه ممکن است تحت کنترل تنظیم اپی ژنتیکی باشد، این موضوع توسط تجزیه و تحلیل های جهش یافته آندروهرمافردیتیک تحریک شده با تیمار 5- آزاسیتیدین (معرف دمتیلاسیون) و توسط تجزیه و تحلیل جهش یافته های هرمافرودیت حاصل از حذف کروموزوم y نشان داده می شود. جهش یافته k.34 حذف کروموزوم y در سیلند یک فنوتیپ گل دو شکلی دارد که به عنوان بدون جنسیت بیان می شود (شکل 1a) و گل های ماده ناقص (شبه ماده) (شکل 1-b). مادگی گل های شبه ماده 1 تا 3 برچه دارند که و هر برچه عادی و بالا راست کروموزم y در k.34 دارای 2 حذف در ناحیه های توقف سازی مادگی و ارتقا پرچم است. ممانعت کامل از پرچم در k.34 به علت حذف ناحیه ارتقا پرچم است. متعاقباً همه ی گل های k.34 فاقد پرچم های بالغ هستند حذف جزئی در ناحیه ممانعت مادگی در k.34 ممکن است به طور کامل مادگی متوقف شده در گل های بدون جنسیت تولید کند و مادگی جزئی متوقف شده در گل های شبه ماده.
هدف مطالعه ما تعیین این است که آیا ممانعت اپی ژنیکی از نمو مادگی به علت تغییرات در الگوهای بیان sicuc , sistm در گل های k.34 است. اگر الگوهای بیان sicuc , sistm در k.34 باالگوهای ممانعت مادگی در نوع وحشی برابر باشند جهش یافته ها مسئول 2 ژنوتیپ جهش یافته k.34 مخالف sicuc , sistm عمل می کنند.
مواد و روش ها
Silene latifolia یک نمونه از گیاهان دو پایه است که گل های تولید می کند که تنها یک جنس روی هر گیاه است. تعیین جنسیت در سلیقه به طورکلی توسط کروموزوم های جنسی دو شکلی (xx برای ماده و xy برای نر) تعیین می شود. Inbred سیلند line k توسط 12 نسل از جفت های هم نیا تولید می شود این line گیاهان سالم آماده می کند. جهش k.34 درون line k به طور خود به خودی ایجاد می شود. K.34 2 نوع گل دارد وقتی که شکل های عادی برگ ها، stem ها و اندام های perianth باشد. یک فنوتیپ گلدار بدون جنسیت است و دیگری یک گل ماده ناقص (شبه ماده) است. همه آزمایشات با اولاد حاصل از بک کراس k.34 با نرهای نوع وحشی انجام شده است. شکوفه های گل k.34 > 0.25 میلی متر (> سطح 5) در طول تحت یک میکروسکوپ استرو مشاهده شده اند و طول مادگی و گلبرگ ها در نرهای نوع وحشی، ماده های نوع وحشی و گل های بدون جنسیت و گل های شبه ماده اندازه گیری شده است کل RNA از شکوفه های گل جوان با استفاده از مینی کیت RNeasy استخراج شده اند. RNA (100 ng) رونویسی معکوس شده است به CDNA با استفاده از یک رشته ابتدایی کیت سنتز CDNA. پراب های استفاده شده ژن های SISTM2, SICUC با پرایمرهای خاص SICUC (3’-GAAA CTGCTAGGGCTACTGA-5. SICUCR1, 3’-CCAG-AGCGTTCGACTTCTTC-5’, SICUCF2) و پرایمرهای خاص SISTM2 (3’-ATTTCTTCGGGCAGTCGTTA-5’, SISTM1-2 R1, 3’-GATGGCGAAGGCGAAGAC-5’,SISTM2F1) بدون منطقه های حفاظت شده بودند. درج تقویت شده برای دیگوکسی ژن پراب های Antisense, sense, RNA بایک برچسب DIG RNA می شدند. شکوفه های گل فورا درمحلول FAA ثابت می شدند (7/3 درصد فرمالدهید، 50 درصد اتانول، 5 درصد استیک اسید) در دمای 4 درجه سانتی گراد. شکوفه های تثبیت شده در سری های اتانول (25، 50، 75، 100 درصد) (هر مرحله به مدت 20 دقیقه در 4 درجه سانتی گراد) دهیدراته می شدند و در مدت یک شب در اتانول 10 درصد حفظ می شدند. نمونه ها در HISTOSEC خوابانده می شدند. قطعات (8 میکرومتر) با یک میکروتوم بریده می شدند و روی اسلایدهایی در 37 درجه در طول شب سوار می شدند. نوشته Kazama برای هیبریداسیون آزمایشگاهی (با اندکی تغییرات) استفاده می شود. هیبریداسیون در یک اتاق مرطوب در طول یک شب در دمای 55 درجه سانتی گراد اجرا می شود.

شکل 1- یک جهش یافته بدون جنسیت و شبه ماده k.34 از silene latifolia میکروگراف های الکترونی نگاره از یک گل بدون جنسیت (a) و یک گل شبه ماده (b). (c) الگوهای طویل سازی برچه پس از سطح 5 در نوع وحشی و گل های k.34 توسط نقشه طول مادگی (mm) در مقایسه با طول گلبرگ (mm. خط سقوط (خط تیره ها) نوع وحشی نر (سریع های باز) و گل های بدون جنسیت (مربع های پر) توسط معادله y=0.47x+0.28 توصیف می شود (r=0.90). خط سقوط (خط توپر) از ماده نوع وحشی (دایره های باز) و گل های شبه ماده k.34 (دایره های پر) توسط معادله (r=0.96) y=1.23x+0.42 توصیف شده است.
نتایج
گل های نر نوع وحشی از سیلند 10 تا پرچم و یک مادگی متوقف شده در شکل یک عصای متمایز نیافته دارد. گل های ماده نوع و حشی سیلند یک مادگی شامل 5 برچه لقاح یافته است و فاقد پرچم های بالغ است. K.34 اولین جهش یافته توصیف شده در سیلند است که گل های بدون جنسیت و گل های ماده ناقص در یک فرد دارد. گل های بدون جنسیت بالغ k.34 پرچم های ناقص و یک مادگی متوقف شده دارد (شکل 1a). گل های شبه ماده 1 تا 3 (اکثراً 2) خامه دارد به طور عادی 5 تا در گل های ماده نوع وحشی وجود دارد برچه های گل های شبه ماده شبیه به ماده های نوع و حشی بودند (شکل 1b).
مادگی k.34 2 الگوی ممانعت کننده دارد وقتی که همه ی پرچم ها به طور کامل متوقف شدند مادگی اولین گل ها در گل آذین متمایل به ممانعت جزیی است که دارای یک تخمدان کاهش یافته و 2 خامه است (گل های شبه ماده). فراوانی کل مادگی متوقف شده (مادگی گل های بدون جنسیت) درگل های روی شاخه های بعدی گل آذین افزایش یافته است.
ما طول مادگی را در نوع وحشی و شکوفه های گل k.34 بعد از سطح 5 اندازه گیری کرده ایم (وقتی پریموردیوم گلبرگ و پرچم بیرون می آید) و آن ها را در مقابل طول گلبرگ رسم می کنند (شکل 1c) زیرا طول گلبرگ در گل ها با اندازه های دیگر گل مرتبط است. ما یک ارتباط مثبت بین طول مادگی و طول گلبرگ در هر دو نوع وحشی و k.34 پس از سطح 5 شکوفه های گل مشاهده کرده ایم. در افراد نوع وحشی طویل سازی برچه در انواع نر و ماده حاصل می شود.
در سطح 9 یا بیشتر ماده های نوع وحشی، طویل سازی برچه در گل ها با گلبرگ ها بیشتر از 2/0 میلی متر طول تسریع می شود در آن زمان مادگی نوع وحشی ماده خامه ها را از نوک های برچه تولید می کند. در k.34 ما 2 نوع الگو طویل سازی برچه مشاهده می کنیم مشابه آن ها در نوع وحشی نر و ماده اولین تفاوت های مورفولوژیکی جنسی در سطح 5 در سیلند ظاهر می شود. شبیه به k.34 که قبلا در سطح 5 ،2 نوع برچه دارد وقتی که تفاوت های مورفولوژیکی جنسی ظاهر می شوند.
برای تعیین که آیا این 2 فنوتیپ اپی ژنتیک از نمو مادگی به علت تغییرات در الگوهای بیان sicuc , sistm2, sistm1 در k.34 است، ما بیان Sicuc, sistm2, sistm1 توسط هیبریداسیون آزمایشگاهی در گل های جوان قبل از سطح 5 تجزیه و تحلیل می کنیم. سطوح نمو گل های نوع و حشی توسط Farbos , Grant توصیف شده است. در سطح 2 هیچ پریموردیوم گلی قابل رؤیت نیست و پریموردیوم (دورترین نقطه) از 2 برگچه، در سطح 3 پریموردیوم کاسبرگ در کناره های مریستم گل ظاهر می شود. سطح 4 توسط بیرون آمدن همه 5 کاسبرگ قبل از ظهور پرچم ها و گلبرگ ها تعریف می شود. در سطح 5، تمام پریموردیوم اندام گل شکل گرفته اند. در گل های نوع وحشی در سطح 2، (sistm2, sistm1) sistm به طور شفاف در مرکز مریستم گل بیان می شوند و در نخستین پریموردیوم کاسبرگ میانی تحت تنظیم قرار می گیرد (شکل b,2a). در گل های نر نوع وحشی نواحی sistm منفی درون توده های لکه های تیره از سلول ها در موقعیت هایی که برای پریموردیوم مادگی در انتهای سطح 3 مورد انتظار است تحریک می شود (شکل m,I,2e) در مقایسه sistm به بیان شدن در موقعیت های مرکزی مریستم گل ماده نوع وحشی ادامه می دهد. (شکل n,j,2f).

بخشی از مقاله انگلیسی:

Summary The genes SlSTM1 and SlSTM2 (orthologs of Arabidopsis SHOOT MERISTEMLESS) and SlCUC (an ortholog of CUP-SHAPED COTYLEDON1 and CUC2) of the dioecious species Silene latifolia have been proposed to control the gynoecium suppression pathway in developing flowers. In a mutant of S. latifolia (K034) that produces no males but only asexual and imperfect female (female-like) flowers, both on the same individual, gynoecia are completely suppressed in asexual flowers and partially suppressed in female-like flowers. To determine whether these two epigenetic phenotypes in gynoecium development are caused by changes in SlSTM and SlCUC expression, we performed in situ hybridization with probes of SlSTM and SlCUC. We found two different pattern of gene expression in flower buds prior to the onset of phenotypic differentiation, which were similar to the reciprocal expression of the two genes described in male and female wild-type plants. In young K034 flower buds, 14.3% of developing structures showed female and the rest male determination. This ratio corresponds to the ratio of female-like to asexual flowers eventually produced by the K034 plants. The same ratio (7–16%) was not only found in the original mutants but also in the first and second backcross generations and in vegetative clones of the original mutant line. Hence, the switch-like and reciprocal SlSTM and SlCUC expression patterns in K034 correspond to the gynoecium suppression patterns in the wild type, suggesting that the mutation(s) responsible for the two mutant genotypes acts upstream of SlSTM and SlCUC. & 2009 Published by Elsevier GmbH. ARTICLE IN PRESS www.elsevier.de/jplph 0176-1617/$ – see front matter & 2009 Published by Elsevier GmbH. doi:10.1016/j.jplph.2009.04.004 Abbreviations: CUC, CUP-SHAPED COTYLEDON; DIG, Digoxigenin; STM, SHOOT MERISTEMLESS; NAC, NAM, ATAF, & CUC transcription factor. Corresponding author. Tel.: +81 4 7136 3679; fax: +81 4 7136 3674. E-mail address: kawano@k.u-tokyo.ac.jp (S. Kawano). Introduction SHOOT MERISTEMLESS (STM) and CUP-SHAPED COTYLEDON (CUC) genes in the model angiosperm Arabidopsis thaliana are central to shoot and flower meristem function. In A. thaliana, the STM gene, which encodes a putative transcription factor of KNOTTED1 class homeodomain proteins, is required for the maintenance of undifferentiated cells in the shoot meristem and for correct proliferation of cells in the flower meristem (Barton and Poethig, 1993; Clark et al., 1996; Endrizzi et al., 1996; Long et al., 1996). The STM gene is expressed in shoot apical, inflorescence, and flower meristems; it is also expressed in vascular tissues and in boundaries between flower whorls (Long et al., 1996). STM transcripts are downregulated in incipient flower primordia (Long et al., 1996). CUC genes (CUC1, CUC2 and CUC3) encode members of the NAC family (NAM, ATAF, and CUC) of transcription factors (Aida et al., 1997; Takada et al., 2001; Vroemen et al., 2003); they are involved in the establishment and maintenance of organ boundaries in shoot apical, inflorescence, and flower meristems. CUC gene expression occurs in one or two rows of cells that correspond to the boundaries of each organ primordium (Aida et al., 1997; Takada et al., 2001; Vroemen et al., 2003). Breuil-Broyer et al. (2004) showed that CUC2 is associated with a lack of cell proliferation, particularly in whorl boundaries. Regulatory feedback loops exist between STM and CUC genes in apical meristems of the Arabidopsis embryo (Aida et al., 1997, 1999; Takada et al., 2001). Zluvova et al. (2006) identified SlSTM1 and SlSTM2 (orthologs of STM) and SlCUC (an ortholog of CUC1 and CUC2) in the dioecious plant Silene latifolia. They performed in situ hybridization with SlCUC and SlSTM (SlSTM1 and SlSTM2) on young male flowers and female flowers and found differences between male and female flowers in the expression pattern of their genes. In female flowers at stage 3, SlSTM transcripts were expressed in the central portion of the meristem (the gynoecium region), but SlCUC transcripts were not. In male flowers at the same stage, SlSTM transcripts were absent in the gynoecium region, while SlCUC transcripts were present. Hence, it is likely that SlSTM and SlCUC control the S. latifolia gynoecium suppression pathway at an early stage in both males and females. In S. latifolia, male plants have a pair of dimorphic sex chromosomes (X and Y), whereas females have a pair of identical sex chromosomes (XX). In male flowers, the presence of the Y chromosome leads to suppression of gynoecium development and to formation of a thin rod-like structure (rather than the five fused carpels found in female flowers; Grant et al., 1994; Farbos et al., 1997; Scutt et al., 1997). The suppression pathway of carpel development may be subject to epigenetic regulation; this was indicated by analyses of an androhermaphroditic mutant induced by 5-azacytidine (demethylating reagent) treatment (Janousek et al., 1996), and by analyses of hermaphrodite mutants obtained by deletions in the Y chromosome (Lardon et al., 1999). The Y chromosomal deletion mutant K034 of S. latifolia has a dimorphic flower phenotype expressed as asexual (Figure 1a) and imperfect female (female-like) flowers (Figure 1b). Gynoecia of female-like flowers have only one to three carpels, and each carpel is normal and fertile. The K034 Y chromosome has two deletions in the gynoecium-suppressing and stamen-promoting regions. Complete stamen suppression in K034 is caused by deletion of the stamen-promoting region. Consequently, all K034 flowers lack mature stamens. Partial deletion in the K034 gynoeciumsuppressing region may produce completely suppressed gynoecia in asexual flowers, and partially suppressed gynoecia in female-like flowers. The purpose of our study was to determine whether these two epigenetic suppressions of gynoecium development are caused by changes in the expression patterns of SlSTM and SlCUC in K034 flowers. If the switch-like and reciprocal SlSTM and SlCUC expression patterns in K034 correspond to the gynoecium suppression patterns in the wild type, the mutation(s) responsible for the two mutant genotypes of K034 acts upstream of SlSTM and SlCUC.

مقاله انگلیسی رایگان

ترجمه فارسی رایگان 

بخشی از ترجمه فارسی:

ژاپنی ها گیاهان gentian را که به طور طبیعی گل های آبی دارند کشت می دهند اما تعدادی گیاه گل سفید از طریق جهش های خود به خودی در میان آن ها پراکنده شد. برای تعیین مبنای مولکولی رنگ پذیری سفید در گل های gentian، ما 2 گیاه گل سفید polano , Homoi را با یک گیاه گل آبی maciry با استفاده از مسیرهای بیوشیمیایی و مولکولی مقایسه کرده ایم. اجرای کروماتوگرافی مایع (HPLC) در جهت تجزیه و تحلیل داده ها نشان می دهد که سطح فلاون در polano سفید تنها حدود نیمی از میزان اندازه گیری شده در 2 گونه ی دیگر بود در حالی که آنتوسیانین در دو گونه گل سفید در مقایسه با maciry که میزان بالایی جمع کرده اند وجود ندارد. تجزیه و تحلیل northern ژن های ساختاری بیوسنتز فلاونوئید قبلا به طور موقتی گزارش شده است که در maciry تنظیم شده است نشان می دهد که Homoi فاقد رونوشت های ژن سنتز آنتوسیانین است در حالی polano سفید برای بیان ANS به اندازه کالکون سنتز (CHS)، فلاوانون 3 هیدروکسیلاز (F3H)، فلاونوئید 3 و 5 هیدروکسیلاز (F,3,5,H)، دی هیدروفلاونول 4 ردوکتاز (DFR)، UDP گلوکز فلاونوئید 3 گلوکوزیل ترانسفراز (3GT) و آنتوسیانین 5- آروماتیک آسیل ترانسفراز (5AT) کاهش یافته است.
تجزیه و تحلیل ساترن بلاست کمبود یکی از دو لوکوس ANS در Homoi را تأیید می کند. بیان زودگذر ANS در گلبرگ های گل به طور قوی پیشنهاد می کند که گل های سفید در Homoi از جهش ANS ناشی می شود. علاوه بر این تجزیه و تحلیل تنش تحریک کننده رنگیزه سازی در گل پیشنهاد می کند که بیشتر از جهش ها در ژن های ساختاری چندتایی عامل بوده است یک نقص در یک عامل تنظیمی یا بیشتر مراحل بعدی بیوسنتز فلاونوئیدهای مسئول رنگ سفید در polano سفید را کنترل می کند.
مقدمه
یکی از اهداف مهم پرورش گل های زینتی به دست آوردن محدوده ی وسیعی از رنگ های گل است. رنگ بندی گل نتیجه تجمع متابولیت های ثانویه است مثل فلاونوئید، کاروتنوئید و ترکیبات تبالائین. از اینها، رنگیزه های فلاونوئید که گستره ی وسیعی در گیاهان عالی دارند به طور وسیعی مطالعه شده اند.
فلاونوئیدها یک گروه متنوع از ترکیبات فنولیک شامل 2 حلقه آروماتیک متصل شده توسط یک واحد C3 هستند. علاوه بر نقش آن ها در رنگیزه سازی گل آن ها همچنین در جذب گرده افشان ها نقش دارند بر هم کنش های گیاه و میکروارگانیسم از اشعه UV مضر حفاظت می کند و رشد لوله ی گرده و رنگیزه سازی بافت. بیوشیمی، ژنتیک و زیست مولکولی فلاونوئیدها به خصوص راجع به رنگیزه آنتوسیانین در ذرت، kernel گل های snapdragon , petunia و دانه ها و برگ های آرابیدوپسیس تالیانا نشان داده شده است. جهش هایی که رنگ گل را تغییر می دهند قبلا انتخاب شده اند و توسط پرورش دهندگان گل برای پرورش انواع جدید استفاده می شوند. جهش یافته های طبیعی اول از منابع ژنتیکی وحشی انتخاب شدند اما امروزه جهش های مهاجم به طور متداول در میان راهکارهای مصنوعی وجود دارند مثل تابش اشعه و جهش زاهای شیمیایی.جهش یافته های رنگ گل همچنین برای تشخیص ساختار انزیمی (ژن ها) و فاکتورهای تنظیمی مربوط به بیوسنتز فلاونوئید و برای جداسازی عناصر قابل جابه جایی استفاده می شوند. به علاوه این یافته ها به طور مستقیم برای اصلاح رنگ گل توسط تکنولوژی انتقال ژنتیکی استفاده می شود.
تنوع در رنگ گل به طور کلی نتیجه تفاوت ها هم در ژن های ساختاری و هم در ژن های تنظیمی درگیر در مسیر بیوسنتز فلاونوئید است. در اکثر موارد تغییرات قابل رؤیت به علت تفاوت ها در میزان و اجزای رنگیزه های گل است. برای مثال جهش هایی که مراحل اولیه بیوسنتز فلاونوئید را مسدود می کنند در ساختار گل های سفید از طریق تجمع رنگیزه های بدون رنگ نتیجه می دهد در حالی که مسدود کردن در مراحل پایانی باعث ساختار متفاوت گل های رنگی از طریق تجمع آنتوسیانین های خاص می شود. علاوه بر این فنوتیپ های گل های سفید تنوع رنگی از سفید خالص تا عاج فیلی را بسته به اینکه چه مرحله ای از بیوسنتز فلاونوئید مسدود شده است را نشان می دهند. برای مثال در Eustoma, Dianthus, pharbitis, A.majus گل های عاج فیلی با تجمع فلاونوئیدهای بی رنگ در گلبرگ هایشان در نتیجه جهش در ژن های کد کننده ی فلاونون 3 هیدروکسیلاز (F3H)، دی هیدروفلاونول 4 ردوکتاز (DFR) یا آنتوسیانین سنتاز (ANS) در طول مراحل انتهایی بیوسنتز فلاونوئید شناسایی شده اند. از طرف دیگر گل های سفید خالص با تجمع ارگانیک اسیدها اما نه ترکیبات فلاونوئیدی شناخته شده اند که به عنوان نتیجه یک جهش niv در A.majus و جهش f در matthiola و هر دو کالکون سنتاز را تحت تأثیر قرار دادند. جهش یافته های متنوعی از فاکتورهای تنظیمی بیوسنتز فلاونوئید باعث فنوتیپ های گل سفید شدند برای مثال جهش یافته های an2,an1 در p.hybrida و جهش یافته g در m.incana در مورد A.majus کنترل ترکیبی توسط 3 آلل، rosea, eluta, delida شناخته شده است که در تنظیم فضایی رنگیزه سازی گل درگیر است. ژاپنی ها gentian کشت می دهند مثل G.scabra, G.triflora و هیبریدهایشان که گل های زینتی شناخته شده ای در ژاپن هستند گل ها را می برند و در گلدان می کارند. اگرچه به طور عمده به علت منابع طبیعی محدود تنوع رنگی آنها یک محدوده ی کمی از رنگ سازی گل دارند (آبی اصلی، آبی کمرنگ، صورتی و سفید). هیچ جهش مصنوعی به جز برای فنوتیپ کوتولوگی به نام Agrobacterium در gentian بیان نمی شود. چندین گزارش ژن های ساختاری بیوسنتز فلاونوئید را مشخص کرده است که این ژن ها از gentian های گل آبی به واسطه انجام انالیز رنگیزه جدا شده اند. اخیرا ما 4 ژن ساختاری جدا کرده ایم ANS, F3H فلاونوئید 3 هیدروکسی لاز و فلاون سنتاز و یک ارتباط قوی بین الگوهای بیان شان و تجمع رنگیزه در پرورش دهندگان گل آبی گزارش شده است. (میکروارگانیسم خاکی)
در این مطالعه ما به بررسی علت رنگ سازی گل سفید در گیاهان gentian کمک کردیم و دو جهش متفاوت در دو میکروارگانیسم خاکی رنگ سفید مربوطه آشکار شده اند. یکی یک جهش ژنی ساختاری (ANS) و دیگری یک جهش عامل تنظیمی کنترل کننده بیان ژن های کاتالیز کننده در طول گام های آخر بیوسنتز فلاونوئید بود. به عنوان بهترین اطلاعات ما در این خصوص اولین گزارش مکتوب تجزیه و تحلیل مولکولی جهش های رنگ گل در گیاهان gentian است.

بخشی از مقاله انگلیسی:

Abstract Japanese cultivated gentian plants have naturally blue flowers, but some white-flowered cultivars are being bred through the utilization of spontaneous mutants. To determine the molecular basis of white coloration in gentian flowers, we compared two white-flowered cultivars Homoi and Polano White to a blue-flowered cultivar Maciry using biochemical and molecular approaches. High performance liquid chromatography (HPLC) analyses showed that flavone levels in cv. Polano White were only about one-half the amounts measured in the other two cultivars, while anthocyanins were absent in the two white-flowered cultivars compared to cv. Maciry in which high levels accumulated. Northern blot analysis of 10 flavonoid biosynthetic structural genes, previously reported to be temporally regulated in cv. Maciry [1] showed that cv. Homoi lacked transcripts for the anthocyanidin synthase (ANS) gene while cv. Polano White had decreased expressions for ANS as well as for chalcone synthase (CHS), flavanone 3-hydroxylase (F3H), flavonoid 30 ,50 -hydroxylase (F30 ,50 H), dihydroflavonol 4-reductase (DFR), UDP-glucose:flavonoid 3-glucosyltransferase (3GT) and anthocyanin 5-aromatic acyltransferase (5AT). Southern blot analysis confirmed the deficiency of one of two ANS loci in cv. Homoi. Transient expression of ANS in flower petals also strongly suggested that white flowers of cv. Homoi were derived from ANS mutation. Furthermore, analysis of stress-induced flower pigmentation suggested that rather than mutations in multiple structural genes being the cause, a defect in one or more regulatory factors controlling the later steps of flavonoid biosynthesis is responsible for white coloration in cv. Polano White. # 2005 Elsevier Ireland Ltd. All rights reserved. Keywords: Anthocyanidin synthase; Flavonoid; Gene expression; Gentian; Mutation; White flower 1. Introduction One of the important objectives when breeding ornamental flowers is to obtain a wide variety of flower colors. Flower coloration is the result of an accumulation of secondary metabolites, such as flavonoid, carotenoid and betalain compounds. Of these, flavonoid pigments, which are widespread in higher plants, have been studied extensively [2–4]. Flavonoids are a diverse group of phenolic compounds consisting of two aromatic rings joined by a C3 unit. In addition to their role in flower pigmentation, they are also known to be involved in attraction of pollinators, plant– microorganism interactions, protection from harmful UV irradiation, pollen tube growth and tissue pigmentation [3,4]. The biochemistry, genetics and molecular biology of flavonoids, especially with regard to anthocyanin pigmentation, have been elucidated in maize (Zea mays) kernels, flowers of petunia (Petunia hybrida) and snapdragon (Antirrhinum majus), and the seeds and leaves of Arabidopsis thaliana [2–5]. Mutations that alter flower color have long been selected and used by horticulturalists in breeding new varieties. www.elsevier.com/locate/plantsci Plant Science 169 (2005) 949–958 Abbreviations: CHS, chalcone synthase; CHI, chalcone isomerase; F3H, flavanone 3-hydroxylase; F30 H, flavonoid 30 -hydroxylase; F30 ,50 H, flavonoid 30 ,50 -hydroxylase; DFR, dihydroflavonol 4-reductase; ANS, anthocyanidin synthase; 3GT, UDP-glucose:flavonoid 3-glucosyltransferase; 5AT, anthocyanin 5-aromatic acyltransferase; FSII, flavone synthase II; HPLC, high performance liquid chromatography; RT-PCR, reverse transcription-polymerase chain reaction § The nucleotide sequence reported in this paper has been submitted to DDBJ, EMBL and GenBank under accession number AB208689 (GtANS). * Corresponding author. Tel.: +81 197 68 2911; fax: +81 197 68 3881. E-mail address: mnishiha@ibrc.or.jp (M. Nishihara). 1 Current address: Graduate School of Life and Environmental Sciences, Osaka Prefecture University, Japan. 0168-9452/$ – see front matter # 2005 Elsevier Ireland Ltd. All rights reserved. doi:10.1016/j.plantsci.2005.06.013 Natural mutants were once selected from wild genetic resources, but nowadays, aggressive mutations are commonly introduced through artificial strategies, such as radiation irradiation and chemical mutagens [6]. Flower color mutants have also been used for characterization of structural enzymes (genes) and regulatory factors related to flavonoid biosynthesis and for isolation of transposable elements [5]. Moreover, these findings have been directly used for modification of flower color by genetic transformation technology [7].