مقالات انگلیسی و ترجمه های فارسی رایگان با فرمت PDF آماده دانلود رایگان میباشند

همچنین ترجمه مقاله با فرمت ورد نیز قابل خریداری و دانلود میباشد

مقاله انگلیسی رایگان (PDF)

ترجمه فارسی رایگان (PDF)

خرید ترجمه با فرمت ورد

فهرست مقاله:

چکیده

مقدمه

ساختارهای پروکاریوتی دست نخورده نشان دهنده‌ی تنوع بالای انتقال دهنده‌های ABC است

واردکنندگان ABC نوع I

واردکنندگان نوع I سوبسترا را با یک مکانیسم دسترسی جایگزین انتقال می‌دهند

آغاز چرخه‌ی انتقال با پروتئین متصل به سوبسترا القا می‌شود

لوپ اضافی TMD به فرآیند منحصر بفرد انتقال در انتقال دهنده‌ی مالتوز کمک می‌کند

تنظیم پس از ترجمه‌ای واردکنندگان نوع I به دومین تنظیمی بستگی دارد

واردکنندگان ABC نوع II

جذب با واسطه‌ی SBP در سیستم‌های نوع II

آنالیز ساختاری سبب روشن شدن تنوع و تغییرات کنفورماسیونی در انتقال دهنده‌های نوع II می‌شود

جزئیات مکانیکی واردکنندگان نوع II، BtuCD

تنوع مکانیکی در میان سیستم‌های انتقالی نوع II

ظهور سیستم انتقال ECF: نوع III انتقال دهنده‌ها؟

جزء S مسئول اتصال به سوبسترا است

ساختارهای کامل سبب روشن کردن ساخت و مکانیسم انتقال دهنده‌های ECF خواهد شد

نتیجه‌گیری

بخشی از ترجمه فارسی مقاله:

مقدمه
انتقال دهنده‌های ABC، که در همه‌ی موجودات وجود دارند، یکی از بزرگترین فوق خانواده‌های تراغشایی را تشکیل می‌دهند. واژه‌ی ABC مخفف کاست‌های متصل به ATP است و با توجه به ویژگی این خانواده مبنی بر توانایی اتصال و هیدرولیز ATP به منظور انتقال سوبسترا از غشای دولایه‌ی لیپیدی نامگذاری شده است. پمپ‌های خارج کننده‌ی ABC که تاکنون مطالعات زیادی بر روی آن‌ها صورت گرفته است، در یوکاریوت‌ها و پروکاریوت‌ها وجود داشته، و نقش اساسی در فرایندهای زیستی ایفا می‌کند، همچنین در ارتباط با مقاومت چند دارویی، چندین بیماری انسانی بوده و به طور گسترده‌ای مورد بررسی قرار گرفته‌اند. واردکنندگان ABC نقش عمده‌ای در جذب مواد مغذی، بیماری‌زایی و شدت بیماری داشته و تمرکز بر این مجموعه‌ی متنوع از انتقال دهنده‌ها را آشکارتر می‌کند. وارد کنندگان ABC در گیاهان، پروکاریوت‌ها و آرکی باکترها مسئول انتقال مواد مغذی حیاتی از غشای دولایه‌ی لیپیدی است. بعلاوه، بسیاری از عوامل بیماری‌زای پروکاریوت از واردکنندگان ABC برای دور زدن پاسخ ایمنی ذاتی میزبان استفاده می‌کنند، که سبب جذب توجهات بیشتر به این دسته از انتقال دهنده‌ها خواهد شد.
همه‌ی انواع انتقال دهنده‌های ABC ساختار پایه‌ای مشترکی دارند و آن وجود دو دومین متصل به نوکلئوتید (NBDs) و دو دومین تراغشایی (TMDs) است. این دومین‌ها یک واحد انتقال دهنده‌ی ABC را تشکیل می‌دهند. در خارج کنندگان ABC، دو دومین TMD و NBD می‌توانند به روش‌های مختلفی در یکدیگر ادغام شوند و سبب ایجاد انتقال دهنده‌های یک، دو یا چهار زنجیره‌ای شوند که در اینصورت راسته‌ی دومین‌ها می‌تواند بسیار گسترده باشد. در وارد کنندگان، زیرواحدهای هسته‌ی TMD و NDB به صورت زنجیره‌های منفرد است که می‌تواند باعث ایجاد TMDهای هومو یا هترو دایمری کند که به هومودایمرهای NBD متصول شده‌اند. دومین NBD بوسیله‌ی مجموعه‌ای از دومین‌ها طبقه بندی می‌شودو شامل واکر A (لوپ P)، واکر B و موتیف مخصوص ABC است که در انتقال دهنده‌های ABC شایع است اما ساختارها فقط به این محدود نمی‌شود. این موتیف‌ها، در رابطه با مناطق حفاظت شده‌ی NBD (لوپ H/منطقهی تبدیل، لوپ Q) هستند و نقش مهمی را در اتصال به ATP ایفا می‌کنند. تصور بر این است که اتصال و هیدرولیز ATP در NBDها به منظور کنترل باز و بسته شدن TMDها باشد.
برخلاف NBD، توالی TMD بطور قابل توجهی کمتر محافظت شده است. در واردکنندگان ABC، حتی ممکن است تعداد هلیکس‌ها (مارپیچ‌ها) در هر زیر واحد TMD از 5 تا 10 متغیر باشد و در نتیجه سبب تغییر تعداد کل مارپیچ‌های تراغشایی در هر انتقال دهنده شود. دومین‌های TMD در سیستم‌های جذب ABC شامل موتیف EAA (لوپ L) است، یک لوپ سیتوپلاسمی حاوی دو مارپیچ کوتاه که تغییرات کنفورماسیونی NBD و TMD را با یکدیگر جفت می‌کند. دومین‌های TMD و NBD در کنار یکدیگر تشکیل کمپلکسی برای ساخت واحد هسته‌ای انتقال دهنده می‌دهند. برای اکثر واردکنندگان ABC، سوبسترا از طریق یک پروتئین متصل به سوبسترا (SBP) به یک کمپلکس وارد کننده تحویل داده می‌شود. پروتئین‌های SBP به مجموعه‌ی گسترده‌ای از سوبستراها با محدوده‌ی تمایل اتصال نانومولار تا میکرومولار متصل می‌شوند. این پروتئین‌ها در فضای پری‌پلاسمی موجودات گرم منفی قرار گرفته یا به غشای باکتری‌های گرم مثبت متصل شده‌اند. اکثر اکتشافات اخیر در مورد انتقال‌دهنده‌های ECF یا فاکتور جفتی با انرژی نشان دهنده‌ی واگرایی در انتقال دهنده‌های ABC است. انتقال دهنده‌های ECF حاوی دومین‌های NBD و TMD است اما پروتئین SBP اضافی برای تحویل سوبسترا ندارند. در عوض، یک جزء جاسازی شده در غشاء در انتقال دهنده‌ی ECf به سوبسترا متصل می‌شود. توپولوژی کلی و مکانیسم‌های هر نوع از واردکنندگان مورد استفاده بر ای انتقال سوبستراها بر تنوع بالای واردکنندگان ABC تاکید می‌کند.

بخشی از مقاله انگلیسی:

Introduction

ABC transporters, present in all organisms, represent one of the largest transmembrane spanning super-families. ABC stands for ATP-binding cassette due to the family’s characteristic ability to bind and hydrolyze ATP in order to transport substrates across the lipid bilayer (Higgins, 1992). Found in both prokaryotes and eukaryotes, the well-studied ABC exporters, play a fundamental role in biological processes (Dean et al., 2001), are associated with multidrug resistance (Eckford & Sharom, 2009; Kerr et al., 2010; Seeger & van Veen, 2009), several human diseases (Dean et al., 2001; Fletcher et al., 2010) and have been extensively reviewed elsewhere (Al-Shawi, 2011). ABC importers play a major role in nutrient uptake, pathogenicity and virulence, making a focus on this diverse set of transporters ever more prevalent. ABC importers found in plants, prokaryotes and archaea are responsible for the transport of vital nutrients across lipid bilayers. In addition, many prokaryotic pathogens utilize ABC importers to circumvent the hosts innate immunes response, which makes this group of transporters of particular interest. All ABC transporters have a common basic architecture with two nucleotide-binding domains (NBDs) and two transmembrane domains (TMDs). These domains assemble to form the basic unit of an ABC transporter. For ABC exporters, the TMD and NBD domains can be fused in multiple ways resulting in one-, two- or four-chain transporters, where the order of the domains may vary. For importers, the core TMD and NDB subunits are individual chains, which can assemble to form homo- or hetero-dimeric TMDs bound to typically homodimeric NBDs. The NBD is classified by a series of motifs, including the Walker A (P-loop), Walker B and ABC signature motif, which are common in, but not limited to ABC transporters (Higgins et al., 1986; Walker et al., 1982). These motifs, in conjunction with additional conserved NBD regions (H-loop/switch region, Q-loop), play a role in ATP binding (Schneider & Hunke, 1998). The binding and hydrolysis of ATP in the NBDs are thought to control the opening and closing of the TMDs. Unlike the NBD, the TMD sequence is considerably less conserved. For ABC importers, even the number of helices per TMD subunit can vary from 5 to 10, yielding a total of 10–20 transmembrane helices per transporter (Davidson et al., 2008). TMDs of the ABC uptake systems contain the so-called EAA motif (L-loop), a cytoplasmic loop containing two short helices that couple conformational shifts of the NBDs to the TMDs (Saurin & Dassa, 1994, Saurin et al., 1994). Together, the TMDs and NBDs form a complex to make up the core unit of an ABC transporter. For most ABC importers, substrate is delivered to a core importer complex through a substrate-binding protein (SBP). SBPs bind to a vast array of substrates with affinities in the nanomolar to micromolar range. These proteins are located in the periplasm of gram-negative organisms or tethered to the membrane in gram-positive bacteria. The most recent discovery of ECF or energy coupling factor transporters has revealed a divergence in ABC importers. ECF transporters contain both NBDs and TMDs but do not have an additional SBP for substrate delivery. Instead, a membrane-embedded component of the ECF transporter binds substrate. The overall topology and mechanisms each type of importer uses to transport substrates emphasizes the diversity amongst ABC importers.

مقالات انگلیسی و ترجمه های فارسی رایگان با فرمت PDF آماده دانلود رایگان میباشند

همچنین ترجمه مقاله با فرمت ورد نیز قابل خریداری و دانلود میباشد

مقاله انگلیسی رایگان (PDF)

ترجمه فارسی رایگان (PDF)

خرید ترجمه با فرمت ورد

فهرست مقاله:

چکیده
مقدمه
چرخه‌ی اضافه شدن نوکلئوتید
جایگاه فعال RNA پلیمراز
مکانیسم متراکم شدن NTP
آزاد شدن پیروفسفات و جابجایی
نتیجه‌گیری
نکات برجسته

بخشی از ترجمه فارسی مقاله:

مقدمه
رونویسی از ژنوم سلولی در تمامی مراحل زندگی لزوما توسط آنزیم‌های اورتولوگی به نام RNA پلیمراز چند زیرواحدی وابسته به DNA (RNAPs) انجام می‌شود. هسته‌ی آنزیم یوباکتریایی اولیه که توسط اشریشیا کلی بیان می‌شود؛ شامل دو زیرواحد بزرگ (β و β´) که مراحل شیمیایی (تراکم NTP) و مکانیکی (انتقال) را انجام می‌دهند، سه زیرواحد کوچکتر به نام دایمر ∝2 و ω که در مونتاژ آنزیم و تنظیم رونویسی نقش دارند؛ است (شکل 1A). اشکال مختلفی از هسته برای برخی از یوباکتری‌ها از جمله فرانسیلا (هترودایمر2 ∝1∝ را بیان می‌کند) و باسیلوس (افزودن زیرواحد δ و جایگزین کردن زیرواحد ω) توصیف شده است؛ در حالی که در RNA پلیمرازهای هلیکوباکترها، ولباچیا و Wolinella، زیرواحدهای β و β´ با یکدیگر ادغام شده‌اند. زیرواحد RNA پلیمراز که در ابتدا به عنوان زیرواحد γ در Nostoc, Anabaena و سایر سیانوباکترها شناخته شده بود؛ مشخص شد که محصول شکافت در ژن اجدادی است که اورتولوگ β´ را کد می‌کند. همان شکافت در زیرواحد β´ RNA پلیمرازهای کد شده توسط پلاستید در کلروپلاست‌ها وجود دارد و هسته باکتریایی کاهش‌یافته‌ی را بیان می‌کنند (زیرواحد ω به نظر می‌رسد توسط ژنوم پلاستید تنها در جلبک‌ ردوفیتا کدگذاری شود). به طور قابل‌توجهی، این ساختار هسته در تکوین اولیه‌ی کلروپلاست غالب است (به عنوان مثال، در اتیوپلاست)؛ در حالی که در کلروپلاست‌های بالغ، هسته بیش از 30 زیرواحد اضافی دارد. RNA پلیمرازهای میتوکندریایی عمدتا با باکتریوفاژها مرتبط هستند؛ اما ژنوم‌های میتوکندریایی نسبتا بزرگ برخی از آغازیان (به نام Jakobidae و Malawimonadidae) اورتولوگی از زیرواحدهای باکتریایی ∝، β و β´ را کد می‌کنند.
RNA پلیمرازهای هسته‌ای در یوکاریوت‌ها توسط مجموعه‌‌ای متشکل از حداقل سه کلاس بیان می‌شوند: RNA پلیمراز I که ژن‌های RNA ریبوزومی را رونویسی می‌کند؛ RNA پلیمراز II که سنتز RNA پیامبر و زیرمجموعه‌ای از RNA های غیرکدکننده کوچک را برعهده دارد و RNA پلیمراز III که RNA های انتقالی، 5S RNA و بسیاری از RNA غیرکدکننده‌ی کوچک را سنتز می‌کنند. RNA پلیمرازهای موجود در هر کلاس شامل بیش از 12 زیرواحد و یک هسته‌ی اورتولوگ با آنزیم‌های باکتریایی هستند: بزرگ‌ترین زیرواحدهای RNA پلیمراز II مخمر یعنی Rbp1 و Rpb2 به ترتیب با زیرواحدهای β و β´ برابر هستند؛ Rpb3 و Rpb11 اورتولوگ‌های مختلفی از زیرواحد ∝ هستند و Rpb6 اورتولوگی از زیرواحد ω است (شکل 1B). در گیاهان، تعداد RNA پلیمرازهای هسته‌ای به 5 آنزیم رسیده است؛ RNA پلیمراز IV و V با ساختار کلی RNA پلیمراز I-III منطبق هستند اما تفاوت غیرمنتظره‌ای را در هسته‌ی مکانیکی- شیمیایی نشان می‌دهند؛ در غیر این صورت در پروکاریوت‌ها و یوکاریوت‌ها به طور کلی محافظت می‌شوند که همین امر سوالاتی را در مورد صلاحیت این آنزیم‌ها برای عمل به عنوان RNA پلیمرازهای واجد شرایط به وجود می‌آورد (این صلاحیت در شرایط in vitro اثبات شده است). ژنوم ویروس‌های بزرگ از راسته‌ی مگا ویروس‌ها، RNA پلیمرازهایی را کد می‌کنند که با RNA پلیمراز II خویشاوند هستند؛ اما تعداد زیرواحدهای آن‌ها کاهش یافته و معمولا 8 زیرواحد دارند. به طرز قابل‌توجهی، در حالی که برخی از آنزیم‌ها مانند آنهایی که در می می‌ ویروس‌ها وجود دارند؛ هسته‌ی کاملا حفاظت‌شده‌ای مانند دارند که اورتولوگی از Rpb 1، 2، 3/11 و 6 (همراه با همولوگ Rpb5، 9 و 10) است؛ RNA پلیمرازهای پاکس ویروس‌ها فاقد اورتولوگ آشکار هستند که نشان‌دهنده‌ی یک تغییر چشمگیر بالقوه در ساختار و مونتاژ آنزیم است. Lane و Darst بر اساس نتایجی که از تنظیم توالی در مقیاس وسیع برای زیرواحدهایی شبیه β و β´ بدست آورده بودند؛ استدلال کردند که RNA پلیمرازهای پاکس ویروس با RNA پلیمرازهای I هسته‌ای خویشاوند هستند. در نهایت، آرکئا باکترها تنها یک RNA پلیمراز دارند که از نظر اندازه (11- 13 زیرواحد) و ترکیب، مشابه با RNA پلیمراز II است: این آنزیم شامل اورتولوگ‌های Rpb1 (به دو زیرواحد تقسیم می‌شود)، 2، 8، 10 و 12 است (شکل 1C). آنالیزهای عمیق بیشتر پیرامون داده‌های ساختاری و توالی RNA پلیمرازهای باکتریایی، آرکئا باکترها و یوکاریوت‌ها توسط Cramer, Darst, Kornberg، Murakami, Yokoyama و همکارانشان ارائه شده است. در این مقاله‌ی مروری، ما بر روی مکانیسم پایه رونویسی تمرکز می‌کنیم؛ در نهایت نتایجی که از مطالعات پیرامون RNA پلیمراز II مخمر بدست می‌آیند در هنگام نیاز با داده‌های مربوط به آنزیم‌های باکتریایی تکمیل می‌شوند.

بخشی از مقاله انگلیسی:

Introduction

Transcription of cellular genomes in all domains of life is carried out by essentially orthologous enzymes, multi-subunit DNA-dependent RNA polymerases (RNAPs). The archetypal eubacterial core enzyme, represented by that of Escherichia coli, consists of two large subunits (β and β′) 1,2, that carry out the chemical (NTP condensation) and mechanical (translocation) steps3,4, and three smaller ones, α2 dimer, and ω, that play roles in the assembly of the enzyme and regulation of transcription1,2,4,5 (Fig. 1A). Variant forms of the core are described for some Eubacteria, such as Francisella (featuring α1α2 heterodimer6 ), and Bacillus (adding δ and alternate ω subunits7 ), whereas in Helicobacter, Wolbachia and Wolinella RNAPs β and β′ subunits are fused together1 . RNAP subunit initially described as γ in Nostoc, Anabaena, and other Cyanobacteria turned out to be a product of a split in the ancestral gene, coding for β′ ortholog8,9. A similar split exists in the β′ subunit of plastid-encoded RNAPs in chloroplasts, featuring a reduced bacterial-type core α2ββ′ (ω subunit appears to be encoded by plastid genomes only in Rhodophyta algae)10 . Interestingly, this core architecture predominates in early chloroplast development (e.g. in etioplasts), whereas in mature chloroplasts it is augmented by up to 30 additional subunits11 . Mitochondrial RNAPs are predominantly related to those of bacteriophages, but the relatively large mitochondrial genomes of some protists (namely Jakobidae and Malawimonadidae) encode orthologs of bacterial α, β, and β′ subunits12,13 . Nuclear RNAPs in Eukaryota are represented by a minimal set of three classes: RNAPI transcribing ribosomal RNA genes, RNAPII carrying out the synthesis of messenger RNA and a subset of small non-coding RNAs, and RNAPIII synthesizing transfer RNAs, 5S RNA, and the bulk of small non-coding RNAs14–17. RNAPs from each class contain 12+ subunits, with a core orthologous to bacterial-type enzyme: yeast RNAPII largest subunits, Rpb1 and Rpb2, correspond to β′ and β, respectively, Rpb3 and Rpb11 are divergent orthologs of α, and Rpb6 is an ω ortholog18–20 (Fig. 1B). In plants the set of nuclear RNAPs is extended to 5, RNAPIV and V conforming to the overall architecture of RNAPI-III21–23 , but exhibiting an unexpected divergence in the mechano-chemical core24,25, otherwise universally conserved in both pro- and eukaryotes, which led some to question the competence of these enzymes to act as bona fide RNAPs24 (this competence still eludes in vitro demonstration22). Genomes of large viruses from the order Megavirales encode RNAPs, related to the nuclear RNAPII, but with a reduced complement of subunits, typically numbering 826. Remarkably, whereas some enzymes, such as that of Mimivirus, feature a fully conserved α2ββ′ω-like core, namely the orthologs of Rpb1, 2, 3/11, and 6 (together with Rpb5, 9, and 10 homologs)27, RNAPs from poxviruses lack an apparent α ortholog28,29, indicating a potentially dramatic change in enzyme architecture and assembly. Lane and Darst, based on the results of their large-scale multiple sequence alignment for β,β ′-like subunits, argued that poxvirus RNAPs were related to the nuclear RNAPI enzymes1 . Finally, Archaea contain one type of RNAPs, similar in size (11–13 subunits) and composition to RNAPII: it comprises orthologs of Rpb1 (split into two subunits), 2–8, 10, and 1230,31 (Fig. 1C). Further in depth analysis of structural and sequence data pertaining to RNAPs from bacteria, archaea, and eukaryotes is provided by Cramer, Darst, Kornberg, Murakami, Yokoyama and colleagues1,2,18–20,30–33. In this review we will focus on the basic mechanism of transcription, as it emerges from studies of yeast RNAPII, complemented when necessary with the relevant data for bacterial enzymes.

مقاله انگلیسی رایگان (PDF)

ترجمه فارسی رایگان (PDF)

خرید ترجمه با فرمت ورد

بخشی از ترجمه فارسی مقاله:

مقدمه
شناسایی توالی های نوکلئوتیدی ناشناخته که دارای مناطق DNA مشخص می باشند با تعدادی از روش های مبتنی بر PCR مختلف موسوم به پیمایش ژنو می تواند انجام شود.
در عصر فناوری توالی یابی DNA با بازده زیاد، وقتی که بیش از 1000 ژنوم به طور کامل توالی یابی شدند، توسعه راهبرد های پیمایش ژنوم می تواند تبدیل به یک فعالیت آزمایشگاهی قدیمی و از کار افتاده شود. با این وجود مقالاتی که کاربرد های روش های پیمایش ژنوم و بهبود راهبرد های مختلف را گزارش می کنند با روند ثابت و پیشرونده ای در حال انتشار می باشند. دلیل اصلی برای این موضوع، آسان بودن راهبرد های مختلف است که نیازی به تجهیزات گران قیمت و پرسنل های ماهر ندارد و افزایش کاربرد روش های پیمایش ژنوم در ژنوم های یوکاریوتی دلیل دیگر است. به علاوه در برخی از کاربرد های پیشرفته تر، راهبرد های پیمایش ژنوم با فناوری توالی یابی pyrosequencing ترکیب شده و تولید صد ها هزار توالی در هر آزمایش کرده و زمینه را برای پیمایش ژنوم هموار کرده اند.
مقالات مروری در خصوص پیمایش ژنوم زیاد نیستند.بعد از اولین مقاله نوشته شده توسط هنگن در 1995، که تعداد کمی از راهبرد ها مقایسه شدند، مطالعه جامعی بر روی راهبرد ها توسط های و همکاران(2) بیش از یک دهه پیش منتشر شدند. اخیرا دو مقاله مروری به توصیف راهبرد های پیمایش ژنوم و کاربرد آن ها اختصاص داده شده اند ولی محدود به میکروارگانیسم ها بوده اند.(3-4). هدف این مفاله ارایه اطلاعاتی با توصیف کاربرد ر.وش های پیمایش ژنوم برای ژنوم های یوکاریوتی است. گزارش های مختلفی را می توان یافت که در آن چنین فناوری ای به طور موفق استفاده شده و در بسیاری از موراد از فرایند های زمان بر ساخت و فیلتر کتابخانه های ژنومی بزرگ اجتناب می کند.
بخش نخست مروری جامع بر روش های پیمایش ژنوم موجود دارد و بر اساس راهبرد اصلی اتخاذ شده این روش ها را طبقه بندی می کند. بیشتر این روش ها را می توان به آسانی در هر آزمایشگاه بیولوژی مولکولی اجرا کرد. به علاوه، فهرستی از منابع تجاری(کیت ها و خدمات مشتری) ارایه می شوند. دومین بخش مقاله به بررسی کاربرد های مختلف پیمایش ژنوم می پردازد. زمینه های اصلی مورد نظر و مورد علاقه شناسایی شده و نتایج به دست آمده برای کاربرد های مختلف گزارش می شوند. به دلیل انتشار روش های پیمایش ژنومی، این روش را نمی توان کامل کرد. بهترین روش نشان دادن پتانسیل این روش ها می باشد.
روش های و منابع پیمایش ژنوم
روش های پیمایش ژنوم
روش های پیمایش ژنوم از نظر راهبرد های اتخاذ شده برای بدست آوردن سوبسترایی برای یک مرحله نهایی PCR متفاوت هستند که در آن یک پرایمر خاص برای توالی شناخته شده ( پرایمر ویژه توالی) با یک پرایمر ایجاد شده با روش پیمایش خاص( پرایمر پیمایشی) جفت می شود.
در جدول 1، روش های اصلی پیمایش ژنوم و پیشرفت های مربوطه در این زمینه درج شده است. روش ها را می توان به سه گروه بر اساس شرایط خاص طبقه بندی کرد: روش های مبتنی بر آنزیم های محدود کننده، روش های مبتنی بر پرایمر و روش های مبتنی بر اکستنشن. روش های GW با استفاده از ترکیب دو راهبرد پایه بر اساس نخستین مرحله روش طبقه بندی می شوند. بیشتر روش های لیست شده در جدول 1 مرور شده و در این مقاله زیاد توصیف نمی شوند. تنها روش های جدید با روش های قبلی در این گزارش بررسی شده اند. این روش ها در جدول 1 به خوبی مشخص هستند. نمایش گرافیکی از راهبرد ها بر اساس روش های پیمایش ژنوم به طور شماتیک در شکل 1 گزارش شده اند.
روش های پیمایش ژنوم مبتنی بر محدودیت نیاز مند جذب اولیه دی ان ای ژنومی با آنزیم های محدود کننده می باشند که مکان آن ها در فاصله مناسبی از مرز بین توالی های مشخص و نامشخص قرار گرفته است. قطعات محدود شده سپس به اداپتر های طراحی شده خود سیرکوله و یا لیگات می شوند.
در نخستین حالت، زیر گروهی از روش های PCR معکوس، بدست می ایند.. یک روش اصلاحیه این روش موسوم به I-PCR گزارش شده است. در این رابطه، مولکول های محدود کننده دی ان ای ژنومی تحت تکثیر حلقوی با استفاده از هگزامر های نصادفی قرار گرفته و از خصوصیات جا به جایی رشته ای پلیمراز Phi29 استفاده میکند.
در حالت بعدی، طیف وسیعی از روش ها ارایه شده اند که از راهبرد نخست موسوم به PCR تک پرایمری بر گرفته می شوند. این روش ها بر اساس مطالعه تنوکا و فوجیشیما فهرست بندی شده اند که به صورت PCR کاست هستند و برای استفاده از دی ان ای های دو رشته ای متصل به لیگات به قطعات محدود کم کاربرد دارند. اصطلاح PCR کاست به جای PCR لیگاسیون که برای نشان دادن روش های فوق استفاده می شود(([7,21,22,28,44],، بر این اساس استوار است که اصطلاح لیگاسیون از 1989 برای نشان دادن راهبرد های نخست پیمایش ژنوم استفاده شده است و در این جا بین روش های E-GW طبقه بندی شده است. وقتی کاست به قطعات محدود کننده دی ان ای ژنومی لیگات شد، تولید کتابخانه GW کرده و تکثیر PCR از ناحیه در بر گیرنده مرز بین توالی های معلوم و مجهول با استفاده از پرایمر توالی خاص و یک پرایمر ویژه کاست شروع می شود. یک مشکل اصلی در روش های مبتنی بر PCR کاست، وجود محصولات عمومی ناشی از پرایمر ویژه کاست است. برای غلبه بر این مسئله، یک سری روش ها ارایه شده اند که موسوم به PCR وتروکاست، PCR جذب و دیگر راهبرد های گزارش شده در زیر می باشد.
راهبرد موسوم به PCR انگشت نگاری (T-DNA) برای پیمایش ژنوم یک روش پلی مورفیسم طول قطعات محدود کننده است که برای مطالعه تعدادی از قطعات (T-DNA) Agrobacterium tumefaciens در گیاهان تراریخته استفاده شده است. قطعات تکثیر شده مربوط به T-DNA/ اتصالات دی ان ای گیاهی به دلیل وجود پرایمر های ویژه T-DNA برچسب زنی شده از ژل پلی آکریلامید رقیق شده، مجددا تکثیر شده و توالی یابی شده اند.
جدول 1-راهبرد های GW. روش های GW به صورت R-GW, P-GW و E-GW کاتالوگ بندی می شوند. در صورت قابلیت دسترسی، نام خاص روش گزارش می شوند. در غیر این صورت، نام نخست نویسنده ارایه می شود. روش ها در جعبه های خاکستری به طور مفصل در بخش روش های پیمایش ژنومی ارایه شده اند. ستون های P و E اشاره به تحلیل به ترتیب ژنوم های پروکاریوتی و یوکاریوتی دارند.

بخشی از مقاله انگلیسی:

Introduction

Identification of unknown nucleotide sequences flanking already characterized DNA regions can be pursued by a number of different PCR-based methods commonly known as genome walking (GW). In times of high-throughput DNA sequencing technologies, when more than 1000 genomes have been completely sequenced, the development of GW strategies can appear as an out-of-date laboratory activity. Nevertheless, papers describing applications of GW methods and improvements of several available strategies continue to be published with a steady positive trend. Reasons for such constant interest can be found both in the relatively low difficulty of the different strategies, which do not require expensive equipment or highly trained personnel, and in the increasing possibilities of applying GW methods to eukaryotic genomes. Furthermore, in some highly sophisticated applications, GW strategies have recently been combined with pyrosequencing technology allowing the production of hundreds of thousands of sequences per single experiment and opening new application areas for GW. Review articles on GW are not numerous. After a first paper by Hengen dated 1995 [1], where a limited number of strategies were compared, a complete survey of the available strategies was published by Hui et al. [2] more than a decade ago. Recently, two reviews have been dedicated to the description of GW strategies and their applications, but limited to microorganisms [3,4]. This review is intended to provide the missing information by describing the application of GW techniques to eukaryotic genomes. Numerous reports can be found in which such technology has been successfully used, avoiding in many cases the time-consuming process of the construction and screening of large genomic libraries. A first section gives a general overview of the available GW methods, classified according to the basic strategy adopted. Most of these methods can be easily executed in any molecular biology laboratory. In addition, a list of commercial resources (kits and customer services) is also provided. A second part of the paper deals with the different applications of GW. Main areas of interest have been identified and the results obtained for specific applications are reported. Owing to the large diffusion of GW methods, this survey cannot by any means be complete. We have done our best to show the huge potential of these methods and we apologize to colleagues whose work has not been reported.

GW methods and resources

GW methods

GW methods differ in the strategies adopted to obtain the substrate for a final PCR step, in which a primer specific for the known sequence (sequence specific primer) is coupled with a primer dictated by the specific strategy of walking (walking primer). In Table 1, the basic GW methods and related improvements that have been developed are listed. Methods are classified into three different groups according to their first (and sometimes conditioning) step: restriction-based (R-GW) methods, primer-based (P-GW) methods and extension-based (E-GW) methods. GW methods using a combination of two of the basic strategies are catalogued according to the first step of the procedure. Most of the methods listed in Table 1 have already been critically reviewed [1–4] and are not described further in this paper. Only more recent methods, together with those previously not reviewed, are examined in this report. These methods are highlighted in Table 1. Graphical representations of the strategies at the basis of GW methods are schematically reported in Fig. 1. R-GW methods require a preliminary digestion of the genomic DNA by suitable restriction enzymes, whose sites must be located at a proper distance from the boundary between known and unknown sequences (not too far in order to allow subsequent PCR amplifi- cation; not too close to avoid amplification of short fragments). Restriction fragments can then be either self-circularized or ligated to specifically designed adaptors. In the first case, the sub-group of the inverted-PCR (I-PCR) methods, first described by Triglia et al. [5], is obtained (Table 1). An improvement to this strategy, named rolling circle I-PCR, has recently been reported [8]. In this case circularized genomic DNA restriction molecules are subjected to rolling circle amplification by using random hexamers and employing the stranddisplacement property of Phi29 polymerase. In the latter case, a wide range of methods have been developed starting from the first strategy named single-specific-primer PCR [9]. These methods are catalogued according to Tonooka and Fujishima [3] as ‘cassette PCR’, for the use of double-stranded DNA linkers to ligate to genomic DNA restriction fragments. We prefer the term ‘cassette PCR’ instead of ‘ligation mediated PCR’, which is sometimes also used to indicate these methods ([7,21,22,28,44], for example), since the term ‘ligation mediated’ has been used since 1989 to indicate one of the first GW strategies, here classified among the E-GW methods (Table 1). Once the cassette has been ligated to genomic DNA restriction fragments, generating what is commonly known as the GW library, a PCR amplification of the region encompassing the boundary between the known and unknown sequences can be carried out using a sequence specific primer and a cassette specific primer. One major concern in the cassette PCR based methods is the background of non-specific products due to the cassette specific primer. To overcome this problem a number of tricks have been devised, such as those adopted in vectorette PCR [11], capture PCR [13] and other strategies reported below. The strategy known as transfer DNA (T-DNA) fingerprinting PCR [20] adopted for GW an amplified fragment length polymorphism method developed for studying the number of Agrobacterium tumefaciens T-DNA insertions in transgenic plants. Amplified fragments corresponding to T-DNA ⁄ plant DNA junctions, identifiable thanks to a labelled T-DNA specific primer, are eluted from polyacrylamide gel, re-amplified and sequenced. 

حسگرهای زیستی الکتروشیمیایی مبتنی بر نانوذرات طلای اصلاح شده با آنزیم

Enzyme-modified nanoporous gold-based electrochemical biosensors

Abstract

On the basis of the unique physical and chemical properties of nanoporous gold (NPG), which was obtained simply by dealloying Ag from Au/Ag alloy, an attempt was made in the present study to develop NPG-based electrochemical biosensors. The NPG-modified glassy carbon electrode (NPG/GCE) exhibited high-electrocatalytic activity toward the oxidation of nicotinamide adenine dinucleotide (NADH) and hydrogen peroxide (H2O2), which resulted in a remarkable decrease in the overpotential of NADH and H2O2 electro-oxidation when compared with the gold sheet electrode. The high density of edge-plane-like defective sites and large specific surface area of NPG should be responsible for the electrocatalytic behavior. Such electrocatalytic behavior of the NPG/GCE permitted effective low-potential amperometric biosensing of ethanol or glucose via the incorporation of alcohol dehydrogenase (ADH) or glucose oxidase (GOD) within the three-dimensional matrix of NPG. The ADH- and GOD-modified NPG-based biosensors showed good analytical performance for biosensing ethanol and glucose due to the clean, reproducible and uniformly distributed microstructure of NPG. The stabilization effect of NPG on the incorporated enzymes also made the constructed biosensors very stable. After 1 month storage at 4 °C, the ADH- and GOD-based biosensors lost only 5.0% and 4.2% of the original current response. All these indicated that NPG was a promising electrode material for biosensors construction.

1 Introduction

lectrochemical sensors and/or biosensors has aroused the interest of analysts (Manso et al., 2008; Pingarron et al., 2008; Wang, 2005; Wang and Musameh, 2003; Zhou et al., 2008). As far as Au nanoparticles are concerned, the great enhancement in electrochemical response toward nicotinamide adenine dinuclcotide (NADH) and hydrogen peroxide at the Au nanoparticle-modified electrode makes them attractive for the construction of dehydrogenase- and oxidase-based biosensors (Jena and Raj, 2006; Manesh et al., 2008; Pingarron et al., 2008). It is now believed that the excellent catalytic activity of Au nanoparticles relies on the low-coordinated Au atoms, i.e., the atoms on the corners and edges (Hvolbæk et al., 2007).

Nanoporous gold (NPG) is another kind of nanostructured gold. It possesses a three-dimensional spongy morphology with tunable pore and ligament sizes at nanometer scale (Ding et al., 2004; Xu et al., 2007). As compared with Au nanoparticle, NPG has a series of unique characteristics: (1) it is bulk in nature yet nanoscale in microstructure, which means it can be easily applied and recovered; (2) its pore size is tunable in a wide range from a few nanometers to many microns, which facilitates the study on the pore size-dependent effect; (3) prepared by simply dealloying Ag from Ag/Au alloys in concentrated HNO3, NPG has very clean surfaces, which eliminates the possible poisoning or passivating effects from unwanted molecules or ions such as polymer surfactants and Cl−, as often used in Au nanoparticle preparation; (4) unlike Au particles, NPG avoids the particle aggregation, thus improving the stability of the NPG-based electrode and prolonging its lifetime.

In addition to its excellent catalytic activity (Xu et al., 2007; Yin et al., 2008; Zhang et al., 2007), NPG was also demonstrated to be a good carrier for biomacromolecule due to its well-ordered pore structure, high-specific surface area and high-specific pore volume (Qiu et al., 2008, 2009; Shulga et al., 2007). Compared with porous silica materials that are electronic semiconductors, NPG is an excellent conductor. Thus, for electrochemical sensors and/or biosensors construction, NPG may have some advantages over Au particles as well as porous silica. In this work, an attempt was made to construct NPG-based electrochemical biosensor. A comparison between the NPG-based biosensors and the gold sheet-based ones was also made to demonstrate the advantages of the NPG as an electrode material.