مقالات انگلیسی و ترجمه های فارسی رایگان با فرمت PDF آماده دانلود رایگان میباشند

همچنین ترجمه مقاله با فرمت ورد نیز قابل خریداری و دانلود میباشد

مقاله انگلیسی رایگان (PDF)

ترجمه فارسی رایگان (PDF)

خرید ترجمه با فرمت ورد

فهرست مقاله:

چکیده
مواد و روش ها
نتایج
بحث

بخشی از ترجمه فارسی مقاله:

پوسیدگی بذر فومپوسیزی(PSD) در سویا، یک بیماری مهم می باشد که موجب کاهش کیفیت و عملکرد بازار در بسیاری از کشور های پرورش دهنده سویا بوده و در منطقه جنوب میانه امریکا غالب است(17-33). این بیماری بذری ناشی از Phomopsis longicolla می باشد که یک پاتوژن قارچی در بذر سویا است. اگرچه سایر پاتوژن های قارچی در مجموعه diaporthe- Phomopsis با PSD ارتباط دارند.، با این حال نرخ الودگی بذری نسبت به Phomopsis longicolla بسیار پایین تر بود. این پاتوژن ها عمدتا منجر به بیماری های ساقه و غلاف سویا می شوند نظیر شانکر ساقه می شوند که توسط diaporthe phseolurum ایجاد می شود. کاهش عملکرد سویا توسط PSD در ده کشور بر تور تولید کننده سویا تقریبا 0.19 میلیون تن در 1994بوده است. میزان کاهش عملکرد ناشی از PSD در امریکا برابر با 0.38 تا 0.43 MMT از 1996 تا 2007 می باشد. به دلیل محیط های مرطوب و داغ در جنوب ایالات متحده، در سال 2009، کاهش عملکرد سویا ناشی از PSD در 16 ایالات جنوبی بیش از 0.33 MMT بوده است(16). همان طور که در دو مطالعه کزارش شده است، Phomopsis longicolla از گیاهان سویای بیمار در طی یک دوره سه ساله در کانادا و می سی سی پی ایزوله شد. Phomopsis longicollaقادر به الوده سازی بافت های سویا در هر مرحله از رشد سویا می باشد با این حال، بذر ها به PSD پس از رسیدن به مرحله رشد R7 (در ابتدای بلوغ، یک غلاف در ساقه اصلی به رنگ غلاف بالغ می رسد) یا بلوغ فیزیولوژیکی (15-43) بسیار حساس هستند.
بذر های سویای آلوده به Phomopsis longicolla پوشش های بذری ترک خورده ای را نشان میدهند که ظاهر بذرآن ها مانند گچ ترک خورده است و یا این که دارای بذر های بدون رنگ و در برخی موارد هیچ علایمی نشان داده نمی شود(8-28-33). هم چنین PSD به شدت برجوانه زنی بذر تاثیر می گذارد و موجب کاهش استقرار پایه و قوه نامیه بذر می شود(7-23-33). کیفیت بذر ضعیف ناشی از PSD می تواند ناشی از کاهش قوه نامیه بذرو محتوی روغن، کاهش ترکیب بذر و افایش فراوانی دانه های کپک زده باشد(10). PSD و رشد Phomopsis longicolla تحت محیط مرطوب و گرم به خصوص در طی ریزش غلاف تا برداشت، ازایش می یابد. این موجب شده است تا PSD به یک بیماری بسیار مهم در جنوب تبدیل شود که در آن کشت اولیه ارقام زود رس موجب افزایش عملکرد و کاهش و یا حذف نیاز به آبیاری شده است. این عمل که موسوم به سیستم تولید زود هنگام سویا می باشد، منجر به رسیدن سویا در اگوست شده و می تواند موجب کاهش جوانه زنی بذر و سطوح بالای PSD شود(9-26).
مدیریت PSD شامل استفاده از عملیات بذری مختلف می باشد. برای مثال، تناوب زارعی یا تناوب کشت به گیاهان غیرمیزبان و شخم سنتی موجب کاهش تلقیح و انتشار هاگ توسط Phomopsis longicolla می شود. با این حال، این عملیات موجب کاهش بیماری نمی شوند. برداشت بذر در زمان رسیدن موجب کاهش PSDمی شود با این حال برداشت به دلیل هوای مرطوب، به تاخیر نمی افتد. استفاده از قارچ کش ها به عنوان یک شیوه و گزینه ای برای کاهش PSD و ارتفاع ساقه و غلاف گزارش شده است با این حال، آن ها همیشه موثر نمی باشند(14-37، 39، 41). کراس و همکاران(5) گزارش کرده اند که Phomopsis longicolla اثر معنی داری بر روی درصد بذر برداشت شده پس از استعمال ازوکسی استروبین در مراحل رشد R3 یا R6 در سویا وجود ندارد. کشت ارقام سویای مقاوم به PSD به صرفه ترین و سازگار با محیط زیست ترین شیوه برای مدیریت PSD است( 12-19-29-30) با این حال تعداد کمی از ارقام مقاوم امروزه قابل دسترس هستند.
مرکز ژرم پلاسم سویای وزارت کشاورزی آمریکا، در دانشگاه ایلینوی بیش از 17200 گونه را از 92کشور وارد کرده است. چون ژرم پلاسم مجموعه ای از تنوع ژنتیکی طبیعی است، فرضیه ما این است که اکسشن های سویا با مقاومت به PSD در این مرکز را می توان شناسایی کرد. ارزیابی ژرم پلاسم سویا برای مقاومت به PSD، اولین مرحله اصلاح ارقام با عملکرد بالا با مقاومت به PSD است. هدف این مطالعه ارزیابی واکنش مجموعه متنوعی از اکسشن های سویابا منشا جغرافیایی متفاوت و گروه های سنی III-IV-V و شناسایی منابع جدید مقاومت به PSD از طریق ازمایشات غربال میدانی چند ساله در جنوب امریکا می باشد.

مبتدی (مناسب برای درک مفهوم کلی مطلب) 

موفقیت برنامه های کنترل بیولوژیکی کلاسیک اغلب با استفاده گسترده از حشره کش های طیف گسترده و یا معرفی گونه ها در آب و هوای نامساعد کاهش می یابد یا مانع آن می شود (166). به طور کلی، تا زمانی که استفاده از حشره کش ها با طیف گسترده محدود شود، D. semiclausum و D. collaris در آب و هوای خنک و معتدل مانند مناطق کوهستانی مناطق استوایی مستقر می شوند و C. vestalis و O. sokolowskii در آب و هوای گرم از جمله مناطق دشتی مناطق گرمسیری، از جمله مناطق دشتی مناطق استوایی عملکرد بهتری دارند (34، 147، 155، 161، 165، 167).
اگرچه جانوران بومی هیموپترا انگلی و معرفی شده در حمله به DBM در بسیاری از نقاط جهان به خوبی ثبت شده است (28)، اما عدم شناسایی قابل توجهی از گونه ها وجود دارد و داده های قبل از سال 1950 غالباً غیرقابل اطمینان هستند. اخیراً، وضعیت گونه های Diadegma در حمله به DBM روشن شده است (6)، اما شناخت C. vestalis Haliday به عنوان مترادف برتر C. plutellaeKurdjumov (145) برای نفوذ در مقالات زمان می برد. شواهدی وجود دارد که تفاوتهای بیولوژیکی مشخصی بین برخی از جمعیت C. vestalis وجود دارد ، اما وجود گونه های کریپتیک مورد تردید نیست (120). روش های مولکولی که می توانند به طور قابل اعتماد میزبان ها و پارازیتوئیدهای نابالغ (172) را شناسایی کنند و از نظر بیولوژیکی آنها را از هم جدا نمایند اما از نظر مورفولوژی این جمعیت قابل شناسایی می باشد (181) که ممکن است به دلیل تأثیرات بنیانگذار و یا تغییراتی که در جمعیت معرفی شده پس از استقرار ایجاد شده است، باشد، که این ابزاری را فراهم می آورد که می تواند موفقیت برنامه های کنترل بیولوژیکی آینده را بهبود ببخشد.
در سراسر جهان، مجموعه انگل واره که به DBM حمله می کند، تقریباً برابر با 60 گونه است (28)، که به طور قابل توجهی کمتر از آنچه قبلاً نشان داده شده بود، است (168). با این حال، فقط حدود دوجین گونه غالباً بازیابی شده است؛ وضعیت طبقه بندی و توزیع های تأیید شده آنها در جدول 1 خلاصه شده است. اگرچه انگل تخم مرغ برای حمله به DBM در بسیاری از مناطق جهان ثبت شده است (به عنوان مثال ، 83 ، 87) ، اما به نظر می رسد که در مقالات کمتر به آن پرداخته شده است (28). این امر به دلیل بیولوژی، نمونه برداری در مناطق کشاورزی که میزان استفاده از سموم دفع آفات زیاد است، یا یک منطقه مصنوعی مورد بررسی و روش های جمع آوری نیاز به تحقیق و بررسی دارد.

بندپایان غارتگر (درنده). تمرکز روی پارازیتوئیدها بدان معنی است که سایر دشمنان طبیعی ، به ویژه بندپایان درنده، توجه کمتری را به خود جلب کرده اند، اگرچه از نظر اکولوژی دشواری ارزیابی درنده ها در درک محدود نقش آنها در سرکوب جمعیت DBM نقش دارد (47). در مطالعات جامع در مورد جدول زندگی، هارکورت (55) به مرگ و میر ناشی از این درندگان هیچ اشاره ای نکرده است و نتیجه گرفته است که بارندگی، انگل ناشی از Diadegma insulare (کرستون)، و کاهش باروری جانور ماده از مهمترین عوامل مؤثر بر جمعیت DBM در انتاریوی کانادا است. این یافته ها با توجه به اینکه مطالعات جدید نشان داده اند که درندگان می توانند به طور قابل توجهی بر جمعیت DBM در اکوسیستم زراعی برزیکا در ایالات متحده (101)، استرالیا (43، 44)، چین (86) و کره شمالی (39) تأثیر بگذارند، کمی تعجب آور است. در استرالیا همانند انتاریو، لاروهای حیوانات تازه متولد شده بیشتر مرگ و میر را متحمل می شوند، اما بخش اعظم این می تواند به شکار فصلی (43 ، 44) نسبت داده شود، نشان می دهد که تقسیم منابع بین شکارچیان و انگل های اصلی، D. semiclausum که به لاروهای بزرگتر حمله می کند، می تواند شکارگری درون راسته ای را به حداقل برساند. Harvey و Eubanks (56) نشان دادند که جمعیت میدانی Solenopsis invicta می تواند برای سرکوب جمعیت DBM دستکاری شود، اما سایر مطالعات میدانی تجربی در مورد شکار DBM نادر است؛ اکثر مطالعات از گونه های شکارچی استفاده می کنند که هیچ اثر بخشی درستی در برابر DBM در آزمایشگاه یا آزمایش های میدانی محصور یا شکارچیان خوراک DBM در آزمایشگاه ندارد (47). علیرغم کمبود نسبی داده ها در مقایسه با پارازیتوئیدها، شکارچیان می توانند عامل مهمی در مرگ و میر در جمعیت DBM (39، 43، 44) باشند و اتخاذ شیوه های مدیریت آفات که از آنها محافظت می کند، می تواند مرگ و میر آفات را به طرز چشمگیری افزایش دهد (39 ، 44). در حال حاضر، تأثیر مجموع شکارچی های بومی بر جمعیت DBM در بسیاری از اکوسیستم های برزیکا ناشناخته است، اما به احتمال زیاد آنها یک منبع طبیعی استفاده نشده را نشان می دهند و این نیاز به تحقیقات بیشتری دارند.

پاتوژن ها (بیماری زا). DBM توسط طیف وسیعی از پاتوژنها مورد حمله قرار می گیرد که از این مورد باکتری Bacillus thuringiensis، که باعث تغییر در مدیریت DBM (129) شده است، مورد استثنا قرار گرفته است و مهمترین آنها قارچ ها، ویروس ها و نماتودها می باشد. پاتوژنهای قارچی مورد مطالعه DBM شامل Zoophthora radicans، Beauveria bassiana، Metarhizium anisopliae و Isaria farinose (Paecilomyces farinosus) (129) می باشد و كارهاي چشمگيري در زمينه بيماريزايي ، زيست شناسي و بوم شناسي آنها انجام شده است (41، 42، 129). اپیزوتیک های طبیعی Z. radicans می توانند باعث تصادم جمعیت DBM شوند؛ زیست شناسی و زیست محیطی پاتوژن به خوبی درک شده است (41 ، 42) و روشهای عملی برای انتشار آن توسعه یافته است (40 ، 179). با این حال، بخش عمده ای از کارها در مورد قارچ های بیماریزای حشره ای به صورت آزمایشگاهی باقی می ماند و اگر چه برخی از محصولات برای استفاده در مزرعه در دستسرس هستند، اما هنوز هم بخشی از برنامه های IPM اتخاذ شده را شکیل نمی دهند. به طور مشابه، گرانولوز ، هسته پولییدروز و سایپروویروس ها از DBM جدا می شوند (51). اگرچه ویروس گرانولوز PlxyGV در آزمایش های تجربی عملکرد خوبی داشته است، محصولات تجاری خارج از چین در دسترس نیستند و ویروس ها بخشی از هیچ برنامه فعلی IPM نمی باشند (51). در نهایت، نماتودهای بیماری زای حشره (Steinernema sp. و Heterorhabditis sp.) برای کنترل میکروبی DBM مورد بررسی قرار گرفته و تکنیک های کاربردی با حجم بسیار کم در آزمایشات امیدوار کننده می باشند (94). بااین حال، استفاده میدانی باز با حساسیت به اشعه ماورای بنفش و رطوبت نسبی بالا محدود است (51).

تعاملات گیاه میزبان DBM
اهمیت اقتصادی DBM با توجه به وضعیت آفات آن در محصولات زراعی متعلق به خانواده Brassicaceae به ویژه نوع برزیکا مشخص می شود (1). همه گیاهان بهره برداری شده از محصولات زراعی نیستند و بسیاری از گونه های غیر زراعی و علف های هرز (67، 125) اغلب هنگامی که محصولات زراعی کمیاب هستند، مهمترین ماده اصلی برای DBM و پارازیتوئیدهای مرتبط در نظر گرفته می شوند (46، 67).
گلوکوزینولاتها. گلوکوزینولاتها ترکیبات غیر فرار هستند (59، 171) که بر تعامل بین DBM و میزبان Brassicaceae آن تسلط دارند، اگر چه اگرچه سایر ترکیبات گیاهی ثانویه نیز نقش مهمی را ایفا می نمایند (118، 175). تقریباً 30 گلوکوزینولات آلیفاتیک، آروماتیک و ایندول از نوع برزیکا جدا شده اند (59، 171)؛ مکمل موجود در گیاهان تحت تأثیر شرایط محیطی قرار دارد و در میان بافت ها، مراحل آنتوژنی (رشد شناسی)، گونه ها و ارقام زراعی موجود در گونه ها متفاوت می باشد (59). گلوکوزینولاتها فعالیت بیولوژیکی محدودی دارند، اما هنگامی که بافت گیاهی آسیب دیده باشد با میروسیناز در تماس بوده و در نتیجه به سرعت محصولات هیدرولیز سمی تولید می کند. این محصولات شامل ایزوتیوسیانات ها می باشند که دارای طیف گسترده ای از سمیت برای حشرات از جمله DBM هستند (80). با این حال، تولید آنها در DBM توسط یک گلوکوزینولات سولفاتاز در لومن روده دور می زند که گوگرد را از مولکول های گلوکوزینولات خارج می کند، از این طریق، مانع هیدرولیز میروسیناز و جلوگیری از تشکیل محصولات سمی می شود (114). در نتیجه، DBM می تواند گلوکوزینولات ها را بدون تأثیر یا با تأثیر کم بر عملکرد لارو (80، 103) مورد استفاده قرار دهد، مشروط بر اینکه فعالیت میروسیناز افزایش نیابد (80)؛ هر دو گلوکوزینولاتهای آلیفاتیک و ایندول در واقع تغذیه لاروهای DBM را تقویت می کنند (103).
ایزوتیوسیاناتها جذب کننده و محرک تخمک گذاری قدرتمندی هستند (119) در حالی که گلوکوسیتولهای دست نخورده محرک قوی برای تحریک تخریب DBM می باشند (66)؛ تحقیقات اخیر نشان می دهد که گلوکوزینولاتهای غیر فرار ایندول از این نظر از اهمیت ویژه ای برخوردارند (164). موم های (wax) سطحی نیز برای تخمک گذاری DBM و برهم کنش های هم افزایی با هموژنات کلم مهم هستند و سینگرین گلوکوزینولات آلیفاتیک باعث تخمک گذاری DBM می شود (160). با توجه به ماهیت غیر فرار سینگرین ، نشان داده شده است که تخریب خود به خودی گلوکوزینولات و سپس جذب آلیل ایزوتیوسیانات منتشر شده به موم، مکانیسم های احتمالی برای این اثر باشد (119). با این حال، حداقل در برخی از گونه های باربارا ، گلوکوزینولاتها ممکن است در وکس (موم) سطح برگها وجود داشته باشند (7)، توضیح احتمالی در مورد جذابیت این گیاهان برای تخمک گذاری DBM ارائه داده شده است (146). میزان کل گلوکوزینولات در گیاهان می تواند در پاسخ به تغذیه توسط DBM یا با استفاده از اگزوژن از محرک های پاسخ دفاعی افزایش یابد، که منجر به تغییر در نسبت ترکیبات آلیفاتیک، آروماتیک و ایندول می شود (171). تا به امروز هیچ الگوی مشخصی پدید نیامده و تغییرات در مشخصات گلوکوزینولات در صورت بروز، به شدت به گونه های گیاهی وابسته است (171).

پاسخ گیاهان میزبان القایی: تأثیرات آن بر تخمک گذاری و عملکرد DBM. حمایت سازنده متضاد بین گیاهان میزبان می تواند منجر به تفاوت های قابل توجه در عملکرد DBM شود (110 ، 126 ، 191 ، 192). گیاهخواری یا استفاده از محرکهای پاسخ دفاعی می توانند تغییراتی در گلوکوزینولات (49 ، 171) و پروفیل های فرار (48 ، 74) گیاهان میزبان DBM ایجاد کنند که می تواند هم به عنوان الگوهای اصلاح شده تخمک گذاری ما بین (91، 151) و درون (153) گیاهان ظاهر شوند و تأثیرات اضافی اما متغیر بر عملکرد DBM داشته باشند (60، 192). علیرغم توجه قابل ملاحظه در سال های اخیر، درک روابط حمایت های سازنده و القا شده به دلیل پیچیدگی آنها (191) و تأثیرات مخرب گیاه خواری بر سیستم های آزمایشی، این موضوع همچنان به عنوان یک چالش محسوب می شود (192). هنگامی که نقش آنها در حمایت های غیرمستقیم در نظر گرفته شود، پیچیدگی دفاعی ناشی از آن بیشتر می شود (48 ، 74) و حتی شواهدی وجود دارد که نشان می دهد تخمک گذاری DBM می تواند بین گیاهانی که دارای میزبانان خاص انگلی هستند، تمایز قایل شود (24).
وابستگی گیاه میزبان غیر Brassicaceae (تیره ای از کلم سانان). تخمک گذاری DBM در گیاهان غیر میزبان می تواند با تجربه القا شود (190) و با میزبانهای خارج از Brassicaceae همراه گردد (125). با این وجود، تغییر میزبان گزارش شده از جمعیت DBM به Pisum sativum L. (Fabaceae) در سال 1990 (90) باعث علاقمندی قابل ملاحظه ای شد. تجزیه و تحلیل ژنتیکی جمعیت DBM نشان داد که آللهای که بقای روی P. sativum را فعال می کنند ثابت نبودند (57)، که این نشان دهنده انعطاف پذیری ژنتیکی قابل توجه DBM و تغییر ناقص میزبان است.
تعاملات سه سطح غذایی (Tritrophic). Cotesia vestalis و D. semiclausum به بخارهای ساطع شده از گیاهان میزبان آلوده به DBM جذب می شوند (15، 111)، اما اولویت های متمایز برای گیاهان آلوده به گیاهان Brassica rapa و Brassica oleracea را نشان می دهند (84، 178). گیاهان B. oleracea و B. rapa مخلوط های ناپایداری را منتشر می کنند که شامل بخارهایی از برگ های سبز، ایزوتیوسیاناتها ، نیتریل ها ، دی متیل تری سولفید و ترپن ها می باشد (48، 74) و تغذیه DBM باعث تغییراتی در پروفیل های فرار هر گونه گیاه می شود که منجر به افزایش C. vestalis می شود (48، 74).

مقالات انگلیسی و ترجمه های فارسی رایگان با فرمت PDF آماده دانلود رایگان میباشند

همچنین ترجمه مقاله با فرمت ورد نیز قابل خریداری و دانلود میباشد

مقاله انگلیسی رایگان (PDF)

ترجمه فارسی رایگان (PDF)

خرید ترجمه با فرمت ورد

فهرست مقاله:

چکیده
مواد و روش ها
نتایج
بحث

بخشی از ترجمه فارسی مقاله:

ویروس سیب زمینی Y (PVY)، عضوی از جنس Potyvirus در خانودهPotyviridae است. در چندین گونه مهم از خانواده سولاناسه،از جمله سیب زمینی، تنباکو، گوجه فرنگی و فلفل می توان آن را مشاهده کرد(4-26). PVYدارای توزیع فراگیری بوده است و این مسئله منجر به کاهش محصول و کاهش کیفیت درمحصول سی زمینی شده است (7-19-21-26-31). تنوع زیاد در سویه های PVY مشاهده شده است و چندین گروه اصلی طبقه بندی شده است(9-11-12-21-32). به طور کلی، این سویه ها را می توان به انواع نوترکیب و غیر نوترکیب طبقه بندی کرد. اولی شامل سویه عادی (PVYO)، سویه رگه نواری (PVYC)، سویه نکروزیس تنباکو و مشتقات آن سویه نکروتیک غده سیب زمینی غیر نوترکیب [NA]-PVYNTN) می باشد. مورد دوم شامل گروه N:O (PVYN:O or PVYN-Wilga) (6,18) و PVYNTNنوترکیب می باشد که به دو (Eu)-PVYNTN(15–17و PVYNTN-NW یا PVYNTN-HN2 (9,10) طبقه بندی می شود. دو گروه نوترکیب PVYNTN از یک دیگر از نظر نقطه نوترکیبی [RJ]3) تفاوت دارند. در Eu-PVYNTN، RJ3 در انتهای ژن پروتین پوششی در 9100 نوکلوتید وجود داشته و منجر به PVYNاز نوع سروتیپ CP و PVYN می شود.. در حالی که در PVYNTN-NW/PVYNTN-HN2، RJ3 قبل از ژن CP در نوکلوتید 8700 قرار گرفته استو منجر به CP و یک سروتیپ می شود. از اینر وی لازم به ذکر است که Eu-PVYNTN در مناطق کشت سیب زمینی دنیا دیده می شوددر حالی که PVYNTN-NW/PVYNTN-HN2 درسوریه و چین گزارش شده است
افزایش در وقوع PVY در محصولات سیب زمینی در امریکای شمالی در طی دهه اخیر مشاهده شده است. این افزایش ناشی از ظهور سویه های جدید PVY و یاایزوله هایی است که منجر به ایجاد علایم خفیف در بیشتر رقم های رشد یافته شده است و یا ناشی از افزایش ارقام حساسی بوده است که علایم مشخصی را تولید نمی کنند. در نظر کرفتن اهمیت تشخیص علایم در پاسخ به عفونت ناشی از سویه های مختلف PUY، برای پرورش دهندگان سیب زمینی از اهمیت زیادی برخوردار است.
بیان علایم در گیاهان میزبان معمولا توسط سویه ویروسی، نوع واریانتو یا نوع گیاه و ژنونیپ نعیین می شود. این خود تحت تاثیر عوامل میحطی نظیر دما و شدت نور، شرایط فیزیولوژیگ( سن گیاه) قرار دارد. و این که آیا عفونت و آلودگی اولیه( فصلی) یا ثانویه( 5-24-33) است یا خیر. علایم ناشی از PVYO شامل موزاییک متوسط تا خفیف، نکروزیس برگ و ساقه و لکه برک در بسیاری از ارقام سیب زمینی و موزاییک بر روی تنباکو می باشد(7-22-29). علایم نشان داده شده با PVYN خفیف تر از PVYO در بیشتر ارقام سیب زمینی است که از بدون علایم تا موزاییگ خفیف تا شدید است و نکروزیس گلبرک و ساقه و مرگ زود هنگام بر روی تنباکوی الوده بوده است(4,17,21,22,28). و موجب ایجاد علایم شبه بر روی گیاهان تنباکو شده و این منجر به علایم شدید تر می شود از جمله موزاییک بر روی شاخ و برگ سیب زمینی. به علاوه، می تواند منجر به ایجاد لکه های نکروتیک برروی ارقام سیب زمینی حساسو غده ها شود. علی رغم دانش عمومی در زمینه سویه های PVY بر روی سیب زمینی، مطالعات سیستکاتیک برای بررسی بیان علایم در ارقام سیب زمینی پس از الوده شدن به ایزوله های PVY انجام نشده است. این مقاله به بررسی پاسخ 14 سویه سیب زمینی به 5 ایزوله PVY مجزا متعلق به چهار سویه ، و در هر دو الودگی های اولیه و ثانویه تحت شرایط گلخانه ای و میدانی می پردازد. بیان علایم و توسعه بیماری برای هررقم در پاسخ به الودگی و ابتلا به ایزوله های مختلف PVY بررسی شد
مواد و روش ها
ایزوله های ویروس و ارقام سیب زمینی: پنج ایزوله PVY – PVYO-FL، PVYO-RB، PVYN:O-Mb58، PVYN-Jg، PVYNTN-Sl (14–18) در این مطالعه استفاده شد. ویروس ها در میزبان های تنباکو در گلخانه در مرکز تحقیقات سیب زمینی کانادا نگه داری شدند.قبل ازتلقیح، هویت سویهیا ایزوله توسط واکنش زنجیره پلیمراز معکوس و تست ایمنوسوربنت تایید شد. پلانتول های کشت بافت بدون ویروس از 14رقم سیب زمینی ‘AC Chaleur’, ‘CalWhite’, ‘Cherokee’, ‘Eramosa’, ‘Goldrush’, Jemseg’, ‘Katahdin’, ‘La Rouge’, ‘Ranger Russet’, ‘Red LaSoda’, ‘Russet Burbank’, ‘Russet Norkotah’, ‘Superior’و Yukon
‘Gold’ از مرکز تکثیر گیاهان بدست امد. گیاهچه ها در گلدان های 6اینچی حاوی ترکیب خاک گلخانه با 16 و 8 ساعتدوره تاریکی روشنایی ترکیب شد. نور شامل نور مصنوعی با شدت 90 میکرو متر مربع در ثانیه بود. دما از 18 تا22 درجه و رطوبت 75 درصد متغیربود.
تلقیح ویروس و مشاهده علایم.: برای ازمایشات الودگی اولیه، چهار گیاهچه از هر رقم به طور مکانیکی با ایزوله های PVY بر روی سه برگ فوقانی در مرحله شش برگی تلقیح شدو در گلخانه کشت داده شد. علایم برگی به طور روزانه پس از تلقیح تازمان برداشت پایش و ثبت شدند. برای هر گلدان، غده ها برداشت و مشاهده شدند. علایم غده، از جمله علایم نکروتیک و یا یماری لکه حلقه ای نکروتیک غده سیبزمینی PTNRDدرزمان برداشت و پس از برداشت به مدت 4ماه پایش و ثبت شد. ازمایشات دو بار انجام شدند. در اولین تکرار، تفاوت های عملکرد غده بین گیاهان تلقیح شده با ویروس و گیاهان شاهد به طور چشمی مشاهده و براورد شد. در دومین تکرار، عملکرد هر گیاه گیاه اندازه گیری و با ازمون T تحلیل شد.
غده های تولید شده از گیاهان فوق برای ازمایشات الودگی در هر دو شرایط گلخانه ای و مزرعه ای استفاده شدند. ازمایشات دو بارتکرار شدند. برای برای ازمایشات الودگی ثانویه در گل خانه، یک غده نتاج از هر یک از کیاهان با الودگی ثانویه، در گلدان 6 اینچی کشت شده و درگلخانه تحت شرایط فوق رشد یافت. علایم برگی از جمله نوع علایم و توسعه و رشد علایم، هر روز پس از ظهور گیاه تا زمان برداشت ثبت شد. پس ازبرداشت غده های هر گیاه از نظر PTNRD بررسی شدند.
برای ازمایشات ثانویه در مزرعه، 10 غده از گیاهان الوده از هر ایزوله ویروسی، ترکیب رقم سیب زمینی در یک ردیف در فاصله 3 فوتی کشت شد. همه تیمار های مربوط به یک رقم در کنار هم با توالی PVYO-FL, PVYO-RB, PVYN:O, PVYNTN, PVYN, و شاهد کشت شد. گیاهان از نظر الودگی به ایزوله های PVYتست شدند. علایم برگی از جمله نرخ ظهور، نوع علایم و توسعه علایم، دو بار در هفته تا اواخر اکوست ثبت شدند. علایم غده در زمان برداشت و 2 ماه پس از برداشت ثبت شد
ELISA-RT-PCR:ELISA با انتی بادی های MAb2 (PVYO)و 1F5 (PVYN) برای تایید سروتیپ های ماده تلقیحی قبل از تلقیح مکانیکی استفاده شد، در حالیکه ELISA با انتی بادی PVY-Poly برای ازمایشات الودگی استفاده شد. برای ازمایشات الودگی اولیه، برگ های قرارگرفته در بالای برگ های تلقیح در 21 روز پس از تلقیح نمونه گیری شده و برای ELISA استفاده شد و این در حالی است که برای ازمایشات ثانویه، برگ ها در 21 روز پس از ظهور گیاهان نمونه برداری شد.

بخشی از مقاله انگلیسی:

Potato virus Y (PVY) is the type member of the genus Potyvirus in the family Potyviridae. It infects several important crops in the Solanaceae family, including potato, tobacco, tomato, and pepper (4,26). PVY is ubiquitous in distribution, causing significant yield loss and quality degradations on the potato crop worldwide (7,19,21,26,31). A great diversity in strains of PVY has been noted and several main strain groups have been classified (9,11,12, 21,32). In general, these strain groups can be categorized into nonrecombinant and recombinant categories. The former includes the common (ordinary) strain (PVYO), the potato stipple streak strain (PVYC), the tobacco veinal necrosis strain (PVYN), and its derivative, the nonrecombinant potato tuber necrotic strain (North American [NA]-PVYNTN) (15–17). The latter includes the N:O group (PVYN:O or PVYN-Wilga) (6,18) and the recombinant PVYNTN, which can be further divided into European (Eu)-PVYNTN (15–17) and PVYNTN-NW (2) or PVYNTN-HN2 (9,10). The two recombinant PVYNTN groups differ from each other at the third recombination junction (recombinant joint [RJ]3). In Eu-PVYNTN, the RJ3 occurs at the 3′ proximal end of the coat protein (CP) gene at approximately nucleotide 9,100, thus leading to a PVYN-type of CP and a PVYN serotype; whereas, in PVYNTN-NW/PVYNTN-HN2, the RJ3 is located prior to the CP gene at nucleotide 8,700, thus leading to a PVYO-type of CP and a PVYO serotype (2,9,10). It is noteworthy that Eu-PVYNTN has been reported in many potatogrowing areas in the world, whereas the PVYNTN-NW/PVYNTN-HN2 has only been reported in Syria and China to date (2,9,10). An increase in PVY incidence in potato crops has been observed in North America over the last decade (3,7,19,21,29). This increase is at least partially due to the emergence of novel PVY strains or isolates that may cause only mild symptoms in most commonly grown cultivars and by the increased production of susceptible cultivars that do not develop clear-cut symptoms, thus evading symptom-based rogueing and field inspections (7). Considering the significance of symptom recognition in PVY management, characterization of different potato cultivars in response to infection by different PVY strain or isolate groups is of great interest to potato growers and the field inspectors. Symptom expression in host plants upon PVY infection is determined by the virus strain, isolate, or variant type and the host plant species and its genotype (24,25). It is further affected by environmental factors (e.g., temperature and light intensity), plant physiological conditions (e.g., plant age), and, more importantly, whether the infection is primary (current season infection) or secondary (tuber-borne) (5,24,33). The symptoms induced by PVYO includes mild to severe mosaic, leaf and stem necrosis and leaf drop in many potato cultivars, and mosaic on tobacco (7,22,29). Symptoms elicited by PVYN are generally milder than PVYO in most potato cultivars, ranging from symptomless to mild to severe mosaic, with severe veinal, petiole and stem necrosis, and premature leaf death occurring on infected tobacco (4,17,21,22,28). PVYN:O and PVYNTN induce PVYN-like symptoms on tobacco plants and generally cause more severe symptoms, including distinct mosaic or chlorotic mottling on potato foliage, than PVYN. Moreover, PVYNTN can cause necrotic ringspots on tubers of susceptible potato cultivars (1,7). Despite the general knowledge of symptomatology of PVY strains on potato, no systematic studies have been carried out to elucidate symptom expression in potato cultivars after being infected with different PVY isolates or strains. This article reports a study of responses of 14 potato cultivars to five distinct PVY isolates belonging to four strains (PVYO, PVYN:O, Eu-PVYNTN, and NA-PVYN) in both primary and secondary infections under greenhouse and field conditions. Differential symptom expression and disease development for each cultivar in response to infection with different PVY isolates were investigated and presented.

Materials and Methods

Virus isolates and potato cultivars. Five PVY isolates— PVYO-FL (a severe PVYO isolate), PVYO-RB (a mild PVYO isolate), PVYN:O-Mb58, PVYN-Jg, and PVYNTN-Sl (14–18)—were used in this study. Viruses were maintained in tobacco hosts in the greenhouse at the Potato Research Centre, Agriculture and AgriFood Canada (PRC-AAFC). Prior to the inoculation, the strain or isolate identity and purity was verified by reverse-transcription polymerase chain reaction (RT-PCR) and enzyme-linked immunosorbent assay (ELISA) as described previously (14–18,29). Virus-free tissue culture plantlets of 14 potato cultivars (namely, ‘AC Chaleur’, ‘CalWhite’, ‘Cherokee’, ‘Eramosa’, ‘Goldrush’, ‘Jemseg’, ‘Katahdin’, ‘La Rouge’, ‘Ranger Russet’, ‘Red LaSoda’, ‘Russet Burbank’, ‘Russet Norkotah’, ‘Superior’, and ‘Yukon Gold’) were obtained from the Plant Propagation Centre (New Brunswick Department of Agriculture, Aquaculture and Fisheries). The plantlets were transplanted to 6-in. (15.2 cm) pots containing premixed soil in the greenhouse with a cycle of 16 and 8 h (light and darkness, respectively). The ambient light was supplemented with artificial light or shading to give a light intensity of 90 µm2 /s. The temperature was 18 to 22°C and the humidity was 75%. Virus inoculation and symptom observation. For the primary infection experiments, four potato tissue culture plantlets of each cultivar were mechanically inoculated with PVY isolates on each of the three uppermost leaves at the six-leaf stage as described previously (29), and grown in a greenhouse. Plantlets inoculated with the inoculation buffer (mock) (10 mM phosphate buffer, pH 7.5, with 32 mM sodium sulfite) served as control treatments. Foliage symptoms were monitored daily after inoculation until harvest. For each pot, tubers were harvested and observed. Tuber symptoms, mainly necrotic ringspots or potato tuber necrotic ringspot disease (PTNRD), were checked at harvest and monthly post harvest for up to 4 months. The experiments were repeated two times. In the first repeat, the differences of tuber yield between virusinoculated plants and mock-inoculated (control) plants were visually observed and estimated. In the second repeat, the yield of each plant was measured and statistically analyzed using a t test. Tubers resulting from the above plants were used for the secondary infection experiments in both the greenhouse and field. The experiments were repeated two times, each using tubers resulting from one of the two primary infection experiments. For the secondary infection experiments in the greenhouse, one progeny tuber from each of the above primarily infected plants were planted in 6- in. (15.2 cm) pots and grown in a greenhouse under the conditions described above. Foliage symptoms, including the symptom type and symptom development, were recorded every other day after plant emergence until harvest. Upon harvest, tubers from each plant were observed for PTNRD. The tubers were reexamined for PTNRD monthly post harvest for up to 4 months. The impact of PVY infection on yield was measured as described above in the primary infection experiments. For the secondary infection experiments in the field, 10 progeny tubers of the primarily infected plants from each virus isolate– potato cultivar combination were planted in one row, 3 feet (91.4 cm) apart in the field plots at PRC-AAFC in the 2010 and 2011 growing seasons (late May to early October). All treatments of the same cultivar were planted side by side with the sequence of PVYO-FL, PVYO-RB, PVYN:O, PVYNTN, PVYN, and mock. The plants were tested for infection with the intended PVY isolates by RT-PCR and ELISA, as described below. The plants were managed with the regular management practices by the farm services staff at PRC-AAFC. Foliage symptoms, including the emergence rate, symptom type, and symptom development, were recorded twice a week until late August. Tuber symptoms were recorded at harvest and at 2 months post harvest. ELISA and RT-PCR. ELISA with the PVYO and PVYN serotype-specific antibodies MAb2 (PVYO) and 1F5 (PVYN) (Phytodiagnostics) was used to verify the serotypes of the inoculum prior to the mechanical inoculation, whereas ELISA with the serotypenonspecific antibody PVY-Poly (Neogen Europe) was used for the infection experiments. The ELISA was carried out as described previously (27,29) at the Agricultural Certification Services. For the primary infection experiments, leaves located above the inocu lated leaves were sampled at 21 days post inoculation (dpi) and used for ELISA; whereas, for the secondary infection experiments, leaves were sampled at 21 days post plant emergence (dpe) for the ELISA. Four sets of RT-PCR assays—including the P1-gene-based RTPCR (15), the RJ-based RT-PCR (17), the CP-gene-based PVYO variant differentiation RT-PCR (14), and the multiplex RT-PCR described by Lorenzen et al. (13)—were used to confirm the PVY isolate or strain purity and identity. Total RNA from leaves located above the inoculated leaves at 28 dpi in the primary infection experiments or from the upper leaves at 30 dpe in the secondary infection experiments was extracted using the sodium sulfite method (30). RT-PCR assays were performed as described in the above-mentioned articles.

Microcyclospora rumicis، یک گونه جدید در ترشک مواج از ایران

Microcyclospora rumicis, a new species on Rumex crispus from Iran

1 Introduction

During the study of alternative weed hosts for Cercospora beticola Sacc., a causal agent of cercospora leaf spot of sugar beet in Northern Iran, a species of the genus Microcyclospora J. Frank et al. was isolated from Rumex crispus showing leaf spot symptoms in the Talesh region (Guilan province). Microcyclospora, with M. pomicola J. Frank et al. designated as type species, was recently segregated from Pseudocercospora Speg. s. str. based on phylogenetic and morphological differences (Frank et al. 2010). Currently the three species known in Microcyclospora are associated with sooty blotch and flyspeck (SBFS) blemishes on the surfaces of pomaceous fruits, specifically apples (Colby 1920; Frank et al. 2010). Here we describe a new Microcyclospora species from leaf spots on Rumex crispus that differs morphologically from the three other known species of the genus.

Materials & methods

Conditions of isolation, culture, and observation

Leaf samples of Rumex crispus showing leaf spot were collected from Rainforest Mountains in the Talesh region, Guilan province, in northern Iran near the Caspian Sea. Single conidial isolates were established directly from symptomatic curly dock leaves according to Bakhshi et al. (2011). A mass of conidia scraped from the lesion using a sterile inoculation needle under a stereomicroscope was floated in 10 ml sterile distilled water and spread on 2% malt extract agar (MEA; Fluka, Germany). After plates were incubated in a slanted position overnight, germinated conidia were transferred to new MEA plates, and cultures were incubated in the dark at 25 °C. After 30 days of incubation, samples from the colony were mounted on glass slides in clear lactic acid for microscopic examination. Thirty measurements were made for each microscopic structure, and 95% confidence intervals were derived for the measurements with extreme values given in parentheses. Line drawings were prepared using a BX41 light microscope (Olympus, Japan) equipped with a drawing tube; photos were captured using a Leica camera system. Colony colors on MEA and oatmeal agar (OA; Gams et al. 2007) [surface and reverse] were determined after one month at 25 °C in the dark. Nomenclature and descriptions were deposited in MycoBank. The holotype voucher and an ex-type culture are conserved in CCTU, the culture collection housed at the Plant Protection Department, Agriculture Faculty, University of Tabriz, Iran.

مقالات انگلیسی و ترجمه های فارسی رایگان با فرمت PDF آماده دانلود رایگان میباشند

همچنین ترجمه مقاله با فرمت ورد نیز قابل خریداری و دانلود میباشد

مقاله انگلیسی رایگان (PDF)

ترجمه فارسی رایگان (PDF)

خرید ترجمه با فرمت ورد

فهرست مقاله:

مواد و روش ها
نتایج
بحث

بخشی از ترجمه فارسی مقاله:

برای غلبه بر ژن های مقاومت گیاهی، ویروس ها بایستی تحت شرایط محدود کننده میزبان برای اعمال تغییرات ژنتیکی سازشی، همانند سازی کنند. نوع، تعداد، ترتیب و سرعت این تغییرات ویروسی بر دوام مقاومت گیاه اثر دارد(3).اگرچه بیشتر ژن های مقاومت مورد استفاده در برابر عفونت های ویروسی، بیش از 25 سال در مزرعه طول کشیده است، اثر بخشی Rz1، که ایجاد مقاومت جزیی در برابر ویروس رگبرگ زرد نکروتیک چغندر قند می کند، عامل ریزومانیا در چغندر قند، با ظهور مجدد بیماری پس از 15 سال استفاده مزرعه ای از rz1 در امریکای شمالی به مخاطره افتاده است(18-19-27).
ویروس رگبرگ زرد نکروتیک چغندر قند یک ویروس RNQ تک رشته ای و چند بخشی است. RNA1-2، عناصر ضروری برای همانند سازی و انتقال سلولی است، و این در حالی است که RNA-3-4 و RNA-5 ، پروتین های موجود در پاتوژنز، انتقال وکتور و مهار خاموشی ژن را کد گذاری می کنند(17-25-31). علی رغم ژنوم تقسیم شده آن و پتانسیل عفونت های ترکیبی با سویه های مختلف، پایداری ژنتیکی بالا بین جمعیت های تفکیک شده از نظر زمانی و مکانی امری طبیعی است. در یک ژنوم ویروس رگبرگ زرد نکروتیک چغندر قند ، P25 و P26 از متغیر ترین مناطق ژنومی هستند و انتخاب مثبت بر روی برخی کدون ها صورت می گیرد(28). این تغییرات به طور هم افزایی عمل کرده و موجب تشدید علایم در ارقام خاصی از چغندر قند (10-17) می شوند، و این در حالی است که P25 عامل اصلی بیان ریزومانیا است.
ریزومانیا دارای تکثیر ریشه های جانبی، محدودیت رشد راست ریشه، نکروزیس ریشه و کلروزیس برگی بدون عفونت ویروسی برگی است. مکانیسم های مقاومت تحت کنترل Rz1 به طور فنوتیپی با محدود سازی تجمع ویروس در راست ریشه ها و توقف رشد ریزومانیا بیان می شود. در سطح بیوشیمایی، مقاومت با بیان ژن ها در پاتوژنز و رشد هورمونی گیاه همراه است(4-15-29). علی رغم این پاسخ های دفاعی گیاه، ویروس رگبرگ زرد نکروتیک چغندر قند در سطوح پایین در ریشه های الوده گیاهان rz1 تجمع می یابند.
کانینگ(12) با ژنتیک معکوس، نشان داده است که برای ایزوله های نوع a E12 و S8ف والین در موقعیت 67 پروتین BNYVV PP25، برای غلبه بر مقاومت RZ1 نیاز بوده و امکان همانند سازی ویروس را می دهد. این جایگزینی امینو اسید مربوط به تجزیه Rz1 در گیاهان الوده مزرعه ای از دره امپریال کالیفرنیا می باشد. با این حال لیو و لولن(18) یک همبستگی بین توالی های p25 ایزوله های مختلف امریکای شمالی و غلظت آن ها در گیاهان Rz1 در تست های گل خانه ای یافته اند. از این روی، هدف این مطالعه، کشف و بررسی تنوع ژنتیکی ژن BNYVV P25 می باشد که با بیان ریزومانیا درگیاهان RZ1 در مزرعه همراه است.

مواد و روش ها
نمونه برداری مزرعه ای: برای بررسی اولیه توالی های ویروس رگبرگ زرد نکروتیک چغندر قند ، این ویروس از نمونه های خاکی برداشته شد(2). این نمونه های خاکی الوده، که برخی از آن ها در 1991 جمع اوری شده اند، مربوط به ریزوسفر یا محیط ریشه گیاهان RZ1 و گیاهان حساس از مناطق مختلف تولید چغندر قند در امریکا بوده اند. نام این ایزوله ها، اطلاعاتی را در مورد مبدا آن ها ، کشور و سال جمع اوری آن ها در اختیار می گذارد. ویروس رگبرگ زرد نکروتیک چغندر قند به ندرت بخش های هوایی چغقندر قند را الوده می کند بلکه گیاهان الوده معمولا برگ های راست با کلروزیس در طی بلوغ دارند. این علایم برگی موجب تسهیل شناسایی گیاهان با ریزومانیا می شود که دارای توزیع خوشه ای در مزرعه است(27).
برای اندازه گیری و تعیین ژنوتیپ ویروس با استفاده از پروب های TaqMan، چهار تا شش گیاه RZ1 از درون و بیرون لکه زرد گیاهان با ریزومانیا جمع اوری شده و به طور انفرادی از نظر عفونت ویروسی تحلیل می شوند. هر نمونه متشکل از 0.1 گرم ریشه بیمار می باشد.
استخراج RNA کل: نمونه های ریشه در لوله های میکروفیوژ 2 میلی لیتری جمع اوری شده و سپس در دمای -80 درجه تا زمان فراوری قرار گرفتند. در طی استخراج RNA، بافت های گیاهی ابتدا پودر شده و سپس در مایع نیتروژن قرار گفت. از این روی کل RNA بر اساس کیت مینی RNeasy استخراج شد. همه فیلتراسیون ها و خشک سازی فیلتر با سانتریفیوژ در 16000 به مدت 1 دقیقه در دمای اتاق انجام شد. این پروتوکل، تولیدRNA کل در هر نمونه در 200 تا 500 تانوگرم بر میکرولیتر شد.
کمی سازی RNA ویروسی واکنش زنجیره پلیمراز رونویسی معکوس زمان واقعی: غلظت اسید نوکلیک در نمونه های RNA کل از طریق طیف سنجی براورد شده و با 20 نانوگرم بر میکرولیتر برای کمی سازی RNA ویروسی براورد شد. مقدار توالی های کد گذاری RNA ویروسی تشخیص داده شده توسط پروب های TaqMan با واکنش زنجیره پلی مراز رونویسی معکوس یا مقادیر استانه سیکل بدون استفاده از استاندارد ها در واکنش RT-PCR براورد می شود. RQ توسط روش با استفاده از RNA ریبوزومی به عنوان یک مرجع درون زا و یک نمونه RNA گیاهی با کم ترین غلظت ویروسی به عنوان کالیبراتور محاسبه شد. این روش ، نشان داد که مولکول RNA هدف یابی شده با بالاتر از نمونه کالیبراتور بود. برای براورد غلظت BNYVV RNA-2، پرایمر های 50F (5′-CCGTTTTCCACAGACACTAACTATGTA-3′) و 51R (5′- TGCTAACCCTGAATCAGTTAAAGTACTT-3′) و پروب TaqMan NYCP (6FAM-TGCACTTGTGTTATATGTTAATCTGTCTGACCCAG-TAMRA) در RT-PCR تک مرحله ای برای هدف یابی ژن پروتین پوششی تلقیح شد. برای تشخیص و کمی سازی توالی های کد کننده RNA-3، در منطقه کد گذاری P25 ، پرایمر های اللی و پروب های TaqMan استفاده شد. واکنش های زمان واقعی توسط سیستم ABI Prism 7000 با استفاده از شرایط توالی زیر انجام شد: رونویسی معکوس در 48 ° C به مدت 30 دقیقه، ترانس کریپتاز معکوس غیر فعال در 95 ° C به مدت 10 دقیقه، و تقویت در طول 40 سیکل دناتوره در 95 ° C به مدت 15 ثانیه و سرد شدن آهسته در 60 درجه سانتی گراد به مدت 1 دقیقه.

بخشی از مقاله انگلیسی:

To overcome plant resistance genes, viruses generally need to replicate under restrictive host conditions to incorporate adaptive genetic changes. The type, number, order, and speed of these viral changes impact plant resistance durability (3). Although most resistance (R) genes deployed against virus infections have lasted more than 25 years in the field (7), the effectiveness of Rz1, which confers partial resistance against Beet necrotic yellow vein virus (BNYVV), the causal agent of rhizomania in sugar beet, has been compromised by the reemergence of the disease after 15 years of commercial field deployment of Rz1 in North America (18,19,27). The Benyvirus BNYVV is a multipartite, single-stranded, positive-sense RNA virus. RNA-1 and -2 encode the essential elements for replication, encapsidation, and cellular translocation, whereas RNA-3, -4, and isolate-specific, RNA-5, encode proteins involved in pathogenesis, vector transmission, and suppression of gene silencing (17,25,31). Despite its divided genome and the potential of mixed infections with different strains (13), high genetic stability seems to be the norm between spatiotemporally separated populations (11). In an otherwise genetically stable BNYVV genome, p25 (encoded by RNA-3) and p26 (RNA-5) genes are the most variable genomic regions, with strong positive selection acting on some of their codons (28). These genes operate synergistically to exacerbate symptoms in certain sugar beet cultivars (10,17), although p25 accounts for most rhizomania expression (32). Rhizomania is characterized by profuse lateral root proliferation, taproot constriction, root necrosis, and leaf chlorosis without foliar virus infection. The resistance mechanisms governed by Rz1 are phenotypically expressed by restricting virus accumulation in taproots and suppressing rhizomania development (32). At the biochemical level, resistance is associated with differential expression of genes involved in pathogenesis and hormonemediated plant development (4,15,29). Despite these plant defense responses, BNYVV still accumulates at low levels in asymptomatically infected roots of Rz1 plants. By reverse genetics, Koenig et al. (12) demonstrated, that for European A type isolates E12 and S8, valine at position 67 of the BNYVV p25 protein is required to overcome Rz1-mediated resistance and allow normal virus replication. This amino acid substitution was previously associated with breakdown of Rz1 in field-infected plants from the California Imperial Valley (CIV) (2). However, Liu and Lewellen (18) did not find a correlation between p25 sequences of numerous North American isolates and their titer in soil-inoculated Rz1 plants in greenhouse assays. This observation suggested that BNYVV might mutate in different ways to overcome Rz1 in North America. Therefore, the objective of this work was to explore the genetic diversity of the BNYVV p25 gene that might be associated with expression of rhizomania in Rz1 plants in the field.

MATERIALS AND METHODS

Field sampling. For initial investigation of BNYVV sequences, the virus was baited from field soil samples as described by Acosta-Leal and Rush (2). These infested soil samples, some of which had been collected as early as 1991, were from the rhizosphere of symptomatic and asymptomatic Rz1 plants, and symptomatic susceptible (rz1) plants from different sugar beet production regions around the United States. The name of these isolates provides information about their origin (i.e., field name, when it was known, state, and collection year). BNYVV rarely infects the aerial part of sugar beet plants but root-infected plants normally develop upright leaves with generalized chlorosis during maturation. This foliar symptom facilitates identification of plants with rhizomania, which frequently have a cluster distribution in the field (27). For virus quantification and genotyping using TaqManspecific probes, four to six Rz1 plants were collected from both inside and outside a yellow patch of plants with rhizomania and individually analyzed for virus infection. Each sample consisted of ≈0.1 g of diseased hairy roots, or normal lateral roots from those plants without any root expression of the disease. Samples from Minnesota (MN) were from Crookston (four fields, 2005), Willmar (seven fields, 2005), and Roseland (one field, 2007), whereas samples from CIV were from four fields surveyed in 2006. Total RNA extractions. Root samples were collected in 2-ml microfuge tubes that contained a sterile 4-mm stainless steel grinding ball and then stored at –80°C until processing. During RNA extraction, the plant tissue was first powdered by immersing the unopened 2-ml tubes containing the sample in liquid nitrogen and then immediately shaking them at 1,600 rpm for 2 min in a Talboys high-throughput homogenizer (Thorofare, NJ). Then, total RNA was extracted following the RNeasy Plant Mini Kit (Qiagen, Inc., Valencia, CA) protocol. All filtrations and filter drying were performed by centrifugation at 16,000 × g for 1 min at room temperature. This protocol usually yielded total RNA per sample at 200 to 500 ng µl–1. Real-time reverse-transcription polymerase chain reaction viral RNA quantifications. The concentration of nucleic acids in total RNA-preparations was estimated by spectrophotometry and adjusted to 20 ng µl–1 for viral RNA quantification. The amount of viral RNA encoding sequences recognized by specific TaqMan probes was estimated by relative quantification (RQ) real-time reverse-transcription polymerase chain reaction (RT-PCR) or directly by the cycle threshold (Ct) values generated without the incorporation of standards in the real-time RT-PCR reaction. RQ was calculated by the ΔΔCt method (20) using 18S ribosomal RNA as an endogenous reference (Applied Biosystems, Inc., Foster City, CA) and a plant RNA sample with the lowest detectable virus titer as the calibrator. This procedure determined the times a TaqMan-targeted RNA molecule was above the calibrator sample. To estimate the BNYVV RNA-2 titer, primers 50F (5′-CCGTTTTCCACAGACACTAACTATGTA-3′) and 51R (5′- TGCTAACCCTGAATCAGTTAAAGTACTT-3′) plus the TaqMan probe NYCP (6FAM-TGCACTTGTGTTATATGTTAATCTGTCTGACCCAG-TAMRA) were incorporated in one-step RTPCR to target the core of the coat protein (CP) gene (2). For detection and quantification of viral RNA-3 encoding specific sequences in the hypervariable coding region of p25, the allelic discrimination primers and 3′ minor groove binder TaqMan probes described by Acosta-Leal and Rush (2) were utilized. Real-time reactions were performed by an ABI Prism 7000 system (Applied Biosystems, Inc.) using the following sequential conditions: reverse transcription at 48°C for 30 min, reverse transcriptase inactivation at 95°C for 10 min, and amplification during 40 cycles of denaturing at 95°C for 15 s and annealing at 60°C for 1 min.

مبتدی (مناسب برای درک مفهوم کلی مطلب) 

علاوه بر اكتساب جهشهای پسرفتی به منظور كاهش مهلك بودن بیماری، ویروسها می توانند از عملكردهای داد و ستد برای كنترل انباشتیگیشان استفاده كنند. ما به تازگی دریافته ایم كه عملكرد سركوب گر خاموش كننده رپلیكاز TMV به طور غیر مستقیم بوسیله فعالیت سركوب گر خاموش كننده پروتئین حركتی ویروس (MP) خنثی می شود. این پروتئین برای حركت سلول-به-سلول RNA ویروس در پلاسمودسماتا (PD) ضروری است و آشكارا گسترش مستقل غیر-سلولی سیگنال خاموش ساز RNA مبتنی بر RNA را تقویت می كند. امكان دارد كه این پروتئین تسهیل كننده گسترش سیگنال خاموش ساز به عنوان یك اثر جانبی از تواناییش در محدود كردن PD و وساطتش در انتقال RNA باشد. لیكن، این فعالیت نیز ممكن است در حین تكامل به منظور تقویت گسترش viRNA در درون سلولها قبل از آلوده شدن انتخاب شده باشد و بنابراین انباشتگی ویروس را از طریق خاموش سازی در سلولها بلافاصله در زمان تهاجم، و نه فقط پس از تهاجم، در زمانی كه سلولها كاملا آلوده شده و RNA تكثیر می شود، كنترل نماید.

تعامل viRNA و هدفهایشان
توانایی MP در تسهیل گسترش خاموش سازی می تواند بازتاب قابلیت این پروتئین در حمایت از گسترش مولكولهای گوناگون RNAكوچك (sRNA) باشد. پس، علاوه بر viRNA كه موجب شروع انحطاط vRNA و بنابراین كنترل انباشتگی ویروسی هستند، sRNA می توانند حاوی viRNA مفید و siRNA میزبان باشند كه بوسیله آنها، ویروس، بیان ژن میزبان را دستكاری می كند تا یك محیط بهینه در سلولهایی كه قرار است مورد حمله قرار گیرند، فراهم شود. برخی از ویروسهای جانوری miRNA را كد گذاری می كنند كه مشخص شده است كه ژنهای میزبان را هدف قرار می دهند و ویروسهای گیاهی ممكن است همین قابلیت را پرورش داده باشند. دلائل در این راستا منتج از مطالعات درباره ویروس موزائیك گل كلم هستند. 35S leader این ویروس تولید كننده چندین viRNA است كه نمایانگر تكمیل تقریبا كامل نسخ آرابوپسیس هستند كه به شكلی مؤثر به منظور كاهش واكنش توالی خاص در حین آلوده شدن، مورد هدف قرار می گیرند. توانایی ویروسهای گیاهی در گسترش viRNA مفید و siRNA میزبان مسؤول كاهش واكنش بیان ژن و دیگر تغییرات فیزیولوژی در سلولها در بخش اصلی نواحی است كه آلودگی در آنها گسترش یافته است. اما باید توجه داشت كه نقش گسترش viRNA در حمایت از گسترش ویروس ملزم به این امر است كه سركوبگرهای خاموش ساز كد گذاری شده ویروس به شدت تعدیل شده باشند زیرا در غیر این صورت مانع عملكرد RNA كوچك كه برای ویروس مفید هستند و نیز مانع عملكرد RNA كوچك در دفاع ضد ویروسی می گردند. پس، فعل و انفعال بین ویروس و مكانیزمهای خاموش ساز میزبان برای نمایش یك پدیده بهینه تكامل یافته و واقعا اركستر-وار مورد انتظار است. بعلاوه، همانگونه كه در بالا درباره تعامل بین سركوبگرهای خاموش ساز و اهداف پروتئین میزبانشان بحث شد، فعل و انفعال بین viRNA و اهداف mRNA میزبانشان دلالت بر فرایندهای تكاملی همزمان در سطح مولكولی دارد. پس، نسخه هایی كه هدف viRNA هستند باید تحت فشار شدید انتخابی برای جهشهایی باشند كه مانع سركوبی رمزخوانی یا تقسیم بواسطه viRNA می شوند. به این دلیل، چنین جهشهایی باید منجر به انتخاب جهشهای تكمیلی در viRNA مشابه شوند. از این رو، پروتئین هدف ویروسی سركوبگر-گیاه و نیز تعاملات viRNA-mRNA گیاه ممكن است نمایانگر روابط قوی باشند كه در آنها، جهش های ویروسی می توانند همواره انگیزه ای را برای فرایندهای تكاملی مشابه بوسیله میزبان فراهم سازند.

تعامل بالقوه كنش گرهای ویروسی با نگهبانهای ناظر
فرایندهای تكاملی ارائه شده در اینجا كه بین viRNA و پروتئینهای سركوب گر در بخش ویروسی و هدفهای سركوب گر viRNA در بخش میزبان رخ می دهند یادآور فرایندهای تكامل در بین الیسیتورهای میكروبی و پروتئینهای دفاعی میزبان می باشند. در تعاملات باكتری-گیاه، الیسیتورهای باكتریایی به نام PAMPs (الگوهای مولكولی مرتبط با پاتوژن) محرك ایمنی گیاه از طریق تشخیص بوسیله پروتئینهای گیرنده گیاه هستند. باكتری، به عنوان یك واكنش به ایمنی تحریك شده با PAMP، پروتئینهای كنشگری را به تكامل رسانده است كه در مراحل مختلف گذرگاه ایمنی دخالت كرده و در نتیجه قادر به تجدید مهلك بودن هستند. در نتیجه، گیاهان یك سپر دفاعی دوم را به نام ایمنی با واسطه كنشگر ایجاد كرده اند كه در ژنهای مقاومت (R) دخیل است. بر اساس مدلهای تازه، محصولات ژن R بر یكپارچگی عناصر دفاعی خاص میزبان به نام ’نگهبان‘ نظارت یا از آنها مراقبت می كنند. این نگهبانها اهداف اولیه عوامل مهلك بیماریزا هستند. بنابراین، عوامل بیماری زایی كه با نگهبانها تعامل دارند به منظور ایجاد جهش برای پرهیز از شناسایی توسط نگهبانها و بنابراین شكست مقاومت، تحت فشار انتخابی می باشند. حال از آنجائیكه عامل بیماری زا غیر قابل تشخیص باقی می ماند و می تواند دوباره باعث بیماری شود، گیاه تحت فشار انتخابی قرار می گیرد تا نگهبانهایش را سازگار كند یا ژنهای مقاومت جدیدی بسازد. در مقایسه با فرضیه نگهبان كه برای پروتئینهای كنش گر باكتریایی صدق می كند، سركوبگرهای خاموش كننده می توانند به عنوان كنش گرهای ویروسی عمل كنند، كه مشابه با كنشگرهای باكتریایی به عنوان عوامل مرتبط با توانایی در ایجاد بیماری فعالیت می كنند كه تحت نظارت پروتئینهای ژن مقاومت هستند. در واقع، برای مثال، در مورد توباموویروس، یكی از محركهای مقاومت بواسطه ژن R، رپلیكاز ویروسی است كه به عنوان یك كنشگرویروسی از بیماری زایی ویروس از طریق سركوب كردن خاموش كننده حمایت می كند. در هر صورت، حداقل یك توباموویروس شكننده مقاومت با یك جهش در پروتئین رپلیكاز مشخص شده است. مثال گزارش شده دیگر از یك سركوب گر خاموش ساز ویروسی كه به شكلی بارز، هدف یك ژن مقاومت است، پروتئین 2b ویروس بی بذری گوجه فرنگی است. بنابراین، تعاملات بین سركوب كننده خاموش ساز ویروسی با محصولات ژن r ممكن است باز هم نمایانگر رابطه ی مهم دیگر گیاه-ویروس برای فرایندهای تكامل باشند.

امكان فرایندهای تكاملی در رابطه گیاه-ویروس در ارتباط با عملكردهای پروتئین حركتی ویروس
تعامل پروتئینهای حركتی با یك گذرگاه انتقالی ماكرومولكولی از طریق PD
پروتئینهای حركتی، پروتئینهایی با چندین وظیفه هستند كه از ترافیكینگ (عبور و مرور) میان-سلولی ژنوم ویروسی بوسیله مكانیزمهای مختلف حمایت می كنند. همانند پروتئینهای سركوبگر خاموش ساز ویروسی، پروتئینهای حركتی در ساختار متنوع بوده و احتمالا مختلف الاجداد می باشند. با این وجود، معیارهای ساختاری و عملكردی، منجر به تعریف بالا-خانواده های خاصی شده اند. پروتئین حركتی TMV متعلق به بالا-خانواده 30K است كه متشكل از پروتئینهای حركتی است كه قادر به انجام موارد زیر هستند: پیوند نوكلئیك اسیدها، افزایش محدوده اندازه خروجی PD، تعیین جایگاه و انباشتگی در PD، حركت به سوی سلولهای مجاوردر ریز-تزریق (میكرو اینجكشن)، تسهیل حركت RNA به سوی سلولهای مجاور با ریز-تزریق، تشكیل ساختارهای لوله-مانند و تعامل با غشاءها و عناصر اسكلت سلولی. پروتئین های حركتی همانند پروتئینهای TMV با نوكلئیك اسیدها تعامل داشته و محدوده اندازه خروجی PD را تنظیم می كنند. تصور می شود كه آنها یك كمپلكس كشیده و بلند را با ژنوم ویروسی تشكیل می دهند و حركت را از داخل PD تعدیل شده تسهیل می كنند. دیگر پروتئینهای حركتی متعلق به بالا-خانواده 30K به لوله های درون PD متصل می شوند و از این طریق انتقال ویروس را به شكل ویریون آسان می كنند. علیرغم واگرایی توالی، پروتئینهای حركتی در ویژگی های ساختاری خاصی مشترك هستند كه این امر می تواند دال بر تكامل متقارب باشد. بنابراین اعضای بالا-خانواده ی 30K دارای یك قلمروی هسته مشترك متشكل از دو مارپیچ آلفا، كه با یك مجموعه از صفحات بتا از هم جدا شده اند، هستند. پروتئین حركتی TMV، حركت سلول-به-سلولRNA ویروسی را در یك قالب غیر كپسولی تسهیل می كند، زیرا به پروتئین پوششی ویروسی برای حركت نیازی نیست. پس، پروتئین حركتی این ویروس می تواند حركت vRNA را با بهره بردن از سیستم های انتقال RNA درونزاد گیاه كه واسطه عبور و مرور میان-سلولی mRNA و siRNA گیاهی مستقل غیر-سلولی هستند، آسان كند. پارالوگ گیاهی یك پروتئین حركتی ویروسی كه قادر به وساطت برای انتقال سلول-به-سلول RNA در PD می باشد، مشخص شده است. توالی آمینو اسید این پروتئین لیفی Cucubita maxima به نام CmPP16 و توالی های مرتبط در تشابه ساختاری با توالی های بالا-خانواده 30K مشترك بوده و بنابراین همسانی تكاملی بین پروتئینهای حركتی و این پروتئینهای مستقل غیر-سلولی (NCAPs) مطرح می شود. این فرضیه را كه پروتئینهای حركتی ویروسی مشتق هستند یا با پروتئینهای مشابه گیاهی به صورت متقارب تكامل یافته اند، می توان با لیست رو به افزایش پروتئینهای گیاهی حمایت كرد كه می توانند با PD تعامل كنند، بین سلولها جا به جا شوند، و نقش مستقل غیر-سلولی در حین رشد گیاه داشته باشند. پروتئین الگو سازی شده KNOTTED ذرت یك مثال شناخته شده از فاكتور رونویسی مستقل غیر-سلولی است كه همانند پروتئین حركتی TMV می تواند SEL مربوط به PD را اصلاح و RNA را در بین سلولها جا به جا نماید. این فرضیه كه پروتئینهای حركتی از NCAPs مشتق می شوند یا با آنها تكامل متقارب دارند، را می توان با یافته هایی حمایت كرد كه نشان می دهند NCAPs و پروتئین های حركتی در معرض انواع مشابهی از تعدیلات از قبیل فسفریلاسیون بوسیله یك كیناز پروتئین مرتبط با pD بوده و در تعاملات با پروتئینهایی مشترك هستند كه به عنوان واسطه یا گیرنده درعبور و مرور بین-سلولی با وساطت PD، از قبیل NCAPP1، مشخص شده اند.

تعامل پروتئین حركتی TMV با اسكلت سلولی
مطالعات برای بررسی گذرگاهی كه از طریق آن، پروتئین حركتی TMV، RNA ویروسی را از مناطق رونویسی زیر-سلولی PD هدف قرار می دهد، نشان داده اند كه پروتئین حركتی با ذرات RNA متحرك مرتبط با ER در سیتوپلاسم سلولها در بخش پیشرو نواحی آلوده در حال گسترش در برگها ، تعامل دارد. جالب اینكه، ذرات RNA متحرك مشابه نیز در سلولهای آلوده-نشده و در غیاب پروتئین حركتی دیده شده اند، كه این امر می تواند بیانگر این امر باشد كه پروتئین حركتی واسطه تعامل ویروسها با یك گذرگاه موجود برای انتقال RNA است. ذرات متحرك، متحمل تماسهای زودگذر با ریزلوله ها می شوند كه می توانند لنگرگاههایی را برای همگذاری و هدایت فراهم سازند. پروتئین حركتی نمایانگر ویژگی های یك پروتئین واقعی مرتبط با ریزلوله ها، هم در درون موجود زنده و هم در آزمایشگاه است و بنابراین می تواند ارتباطی را بین ذرات مربوط به غشاء و اسكلت سلولی فراهم نماید. به نظر می رسد كه تعامل پروتئین حركتی با ریزلوله ها درگیر تعاملات با عواملی است كه در تنظیم همگذاری ریزلوله ها نقش دارند زیرا اخیرا مشخص شده است كه پروتئین حركتی با پروتئین ١ End-BINDING ریزلوله با برچسب GFP در بدن موجود زنده و در آزمایشگاه تعامل دارد و همچنین معلوم شده است كه به توبولین y در محیط آزمایشگاهی می پیوندد. تعامل با عوامل همگذاری ریزلوله نیز از طریق مشاهده این امر مشخص شده است كه علاوه بر پیوند با ریزلوله، پروتئین، نشانگر تداخل با فعالیت هسته سازی ریزلوله سنتروزومی در زمانی است كه در سلولهای پستانداران بیان می شود. یك گزارش اولیه نشان دهنده تعاملات پروتئین حركتی با اكتین است كه باید بیشتر مورد بررسی قرار گیرد. این یافته ها مثالهایی را مبنی بر این امر ارائه می كنند كه پروتئین حركتی با فاكتورهای مرتبط با اسكلت سلولی و غشاء سلولی كه برای فرایندهای دینامیك سلول و عبور و مرور ماكرو مولكولی بواسطه PD ضروری هستند، تعامل دارد. با در نظر داشتن اهمیت این فراینده در رشد، گیاه ممكن است برای مداخله در عملكردهای پروتئین حركتی از طریق جهش بدون به خطر انداختن سازگاری، آزادی زیادی نداشته باشد. پس، جهش ها در ژنهای مشابه گیاه ممكن است دقیق تر هم باشند. با این وجود، جهشهای غیر مهلك در پروتئین حركتی توباموویروس می توانند بر طیف میزبان گیاهی اثر بگذارند. یك مورد كاملا آشكار از فرایندهای تكامل كه در رابطه ویروس-گیاه برای حركت ویروس رخ می دهند را می توان با مسابقه تسلیحاتی تكاملی به خوبی توصیف شده مابین پروتئین متصل به ژنوم potyviral (VPg) و فاكتورهای آغازین رمزخوانی Eif4E/Eif4G مثال زد. غلبه بر مقاومت پسرفتی در برابر حركت ویروس كه ناشی از جهش در Eif4E است، از طریق جهش در VPg ویروسی ممكن می باشد. چون گیاهان چندین ایزوفرم Ei4E را كد گذاری می كنند، جهش در ژن Ei4E متعامل خاص، مهلك نیست. پس، تعامل با ویروس می تواند به عنوان یك نیروی محرك برای تكامل همزمان كه منجر به گوناگونی ژن غیر بیماری زا (VPg) و ژن مقاومت (Eif4E) می شود عمل نماید.

تعامل پروتئین حركتی TMV با اسكلت سلولی و اتصالات سلولی در سیانوباكتری
مشخص نیست كه چه زمانی ویروسهای گیاهی قادر به حركت از یك سلول به سلول دیگر شده اند. جالب اینكه، پروتئین حركتی قابلیت تعامل با اتصالات سلولی سیانوباكتری چند-سلولی Anabaena را دارد كه این امر بیانگر میزانی از قیاس مربوط به عملكرد مابین مكانیزمهای ارتباطی بین-سلولی پروكاریوتهای چند-سلولی و گیاهان می باشد. در Anabaena پروتئین حركتی محرك تشكیل رشته های مرتبط با پروتئین حركتی است كه از ریسه های بین-سلولی عبور می كنند كه ممكن است ماهیتشان مشابه با ماده فیبروز مرتبط با پروتئین حركتی باشد كه جایگاهش در گیاهان بیانگر پروتئین حركتی است. بعلاوه، درون سلولهای Anabaena، پروتئین حركتی با ساختارهای حلقه ای-شكلی كه یادآور حلقه z هستند — ساختار اسكلت سلولی دخیل در تقسیم سلولی باكتری — تعامل دارد. این توزیع حلقه ای-شكل پروتئین حركتی می تواند نشان دهد كه این پروتئین با همتای Anabaena یعنی پروتئین تقسیم سلولی پروكاریوتی ضروری به نام FtsZ همكاری می كند. ساختار مولكولی FtsZ با ساختار توبولین یوكاریوتی تجانس دارد و مؤید همتا بودن و احتمالا منشأ مشترك این پروتئینهاست. اگرچه FtsZ فقط هویت توالی پایین توبولین (١٠ تا ١٨ درصد در سطح آمینو اسید) را نشان می دهد، اما همتایی ساختارش با توبولین می تواند برای تعاملات با پروتئین حركتی، هم مستقیما و هم از طریق پروتئین های مرتبط با FtsZ، كفایت كند. این مشاهدات می توانند بیانگر این امر باشند كه توانایی پروتئین حركتی در تعامل با عناصر اسكلت سلولی و اصلاح اتصالات سلولی، به عنوان سازگاری اولیه با چند-سلولی بودن به وجود آمده است. پس، پروتئین حركتی ویروسی ممكن است تحت تأثیر پالایش گذرگاههای ارتباطی بین-سلولی بواسطه PD در حین تكامل باشد.

مبتدی (مناسب برای درک مفهوم کلی مطلب) 

2.2 حساسیت به نماتد ها
دو ازمایش ازمایشگاهی برای تعیین حساسیت B. oleae به هر گونه EPN انجام شدند. برای هر دو ازمایش، لارو های نسل سوم جمع اوری شده در آب دمای 20 درجه باقی مانده و در 3 هفتگی استفاده شدند. نرخ استعمال نماتد ها 25 لارو در هرسانتی متر مربع بود و مقدار کل رطوبت سوبسترا 10 درصد بود و 5 تکرار در هر گونه EPN انجام شد.

2.2.1 آزمایش 1
حساسیت لارو B. oleae به آلودگی با نماتد های نسل سوم تعیین شد که به طور طبیعی از زیتون ها در لارو ها در پلیت های پلاستیکی 37 میلی لیتری تا عمق 3 سانتی متری با سوبسترای متشکل از ترکیب 1 به 1 شن غربال شده و خاک گلدان در رطوبت 10 درصد ظهور یافتند. شن قبل از شروع آزمایش آون خشک شده و مقدار رطوبت اولیه خاک 10 درصد بود. نماتد ها به سوبسترای شن/خاک در آب با استفاده از پیپت با سرعت فوق اعمال شدند. در 1 ساعت پس از استعمال نماتد، 5 لارو به هر کاپ اعمال شده و و به درون سوبسترا نفوذ کردند.کاپ ها پوشش دهی شده و در دمای 25 درجه به مدت 24 ساعت انکوبات شدند و بعد از آن حشرات جمع اوری شده و برای تعیین وضعیت عفونی و الودگی حشرات تشریح شدند. چون زمان اجرای ازمایش تنها 24 ساعت بود، و وضعیت عفونت، نه مرگ و میر تعیین شد، تیمار های شاهد عاری از نماتد در این مطالعه استفاده نشدند.
2.2.2 ازمایش 2
برای تایید نتایج ازمایش 1 با استفاده از زیتون های آلوده، دومین ازمایش انجام شد. لوله های پلاستیکی( ، 1200 سانتی متر مربع در سطح خاک) با ترکیب 3 به 1 شن غربال شده از 30 سانتی متر و خاک گلدانی در عمق 4 سانتی متر پرشدند و بعد از آن 120 زینون بر روی سطح سوبسترا قرار داده شد. زیتون های زیر درختان زیتون جمع اوری شده و وضعیت بیماری آن ها نامشخص بود. با این حال فرض شد که هر لوله دارای نسبت یکسانی از ینون های لاروی بود زیرا زیتون ها فورا قبل از ازمایش ترکیب شدند. نماتد ها بر روی زیتون ها با استفاده از اسپری دستی اسپری شدند. آب به صورت شاهد نیز اسپری شد. لوله ها با پوشش پلاستیکی پوشیده شده و در دمای اتاق قرار داده شدند. دما و رطوبت بالای زیتون ها به ترتیب 24 و 18 درصد بود. بعد از 72 ساعت، زیتون ها تشریح شده و خاک برای جمع اوری لارو و شفیره غربال شد. شفیره های درون زیتون های تشریح شده در تحلیل قرار نگرفتند زیرا فرض شد که شفیره ها قبل از استعمال نماتد تشکیل شده اند یعنی زمانی که میوه ها هنوز روی درختان بوده و شفیره های B. oleae حساس نبودند و این بر اساس نتایج مطالعات دیگر بر روی دو بالان است((Belton et al., 1987; Ishibashi and Kondo, 1990; Lindegren and Vail, 1986; Yee and Lacey, 2003).

2.3 دوره زمانی بهینه برای استعمال گونه های EPN در مزرعه
تنها موثر ترین گونه های ازمایشات 1 و 2 یعنی feltiae مورد تست بیشتر قرار گرفت. برای بقای لارو نسل سوم و ازمایشات الودگی و بیماری، لارو های نسل سوم یک روز در میان برداشت شدند. ان هایی که در روز ششم بعد از شروع ظهور برداشت شدند در اب در دمای 20 درجه باقی مانده و طی 1 هفته استفاده شدند

2.3.1 براورد جمعیت لاروی B. oleae درون زیتون های افتاده
برای براورد تعداد لارو های B. oleae حساس به S. feltiae درون زیتون های طی فصل رشد، زیتون از زیر 3 درخت زیتون بر روی محوطه دانشکاه از نوامبر 2006 تا مارس 2007 جمع اوری شدند. درختان بر ااس سطح بالای الودگی مشاهده شده سال قبلی انتخاب شدند. در هر تاریخ نمونه برداری، زیتون های جمع اوری شده ترکیب شده و 500 زیتون به صور تصادفی انتخاب شدند. لارو های S. OLEA درون زیتون وقتی در 1 گالن سر بسته انکوبات شدند از میوه خارج شدند. لارو ها شمارش شده و به دو گروه تقسیم شدند: 3 میلی متر و بزرگ تر، کوچک تر از 3 میلی متر

2.3.2 کارایی در برابر B. oleae افتاده به خاک بعد از استعمال نماتد نسل سوم
کارایی S. feltiae استعمال شده به خاک قبل از قرار دادن زیتون های الوده در سطح با استفاده از نماتد های تجاری ارزیابی شد. بخش کوچکی از بچ به 300 میلی لیتر آب افزوده شده و 15دقیقه هم زده شده و طی 12 ساعت استعمال شد. پروتکل های ازمایشی مشابه با ازمایش 2 بود. لارو های نسل سوم بر روی زیتون های الوده سوبسترا در اولین تیمار استعمال شدند. در دومین تیمار، نماتدهای نسل بر روی سوبسترا 1 ساعت قبل از قرار دادن زینون ها بر روی خاک استعمال شدند. سپس 10 میلی لیتر آب بر روی زیتون ها برای تامین رطوبت استعمال شدند. آب بدون نماتد بر روی زیتون ها به صورت شاهد استعمال شدند. مقدار کل رطوبت سوبسترا بعد از اسپری 10 درصد در همه تیمار ها بود.

2.3.3 اثر دما بر روی بقای گونه EPN
برای تعیین دوره بهینه زمان برای استعمال نماتد، اثر دمای فصلی بر روی بقای موثر ترین گونه از ازمایشات 1 و 2،S. feltiae بررسی شدند. آزمایشات در سه دمای نوسانی بر اساس ماکزیمم و مینیمم دمای روزانه طی ماه های اکتبر تا دسامبر صورت گرفت. این دوره زمانی بود که نسبت زیادی از لارو های از میوه برای تولید شفیره در خاک خارج می شوند( کاپتوس 1984). داده های دما در 25 سال توسط ایستگاه هوشناسی ارایه شد. و اتاقک های رشد با یکی از سه رژیم حرارتی با حداقل و حداکثر دمای 10-27، 6-18 و 3-12 تنظیم شدند. در طی 24 ساعت، دما در رژیم 10-27 درجه با الگوی زیر نوسان داشت: 8 ساعت در 27 درجه، 4 ساعت در 17 درجه، 8 ساعت در 10 درجه و 4 ساعت در 17 درجه. در 6-18 و 3-12 درجه تعداد ساعت در ماکزمیم و می نمیمم دما برابر با 10-27 درجه بود ولی دما های 4 ساعت، 12 و 7 درچه بود.
یک هزار لارو نسل سوم S. feltiae به اب مقطر به میزان 25 گرم شن اتوکلاو درون لوله سانتریفیوژ پلاستیکی 50 ملیلیتری با انتهای مخروطی افزوده شد. مقدار کل رطوبت شن در همه لوله ها 10 درصد بود. برای هر رژیم دمایی، 90 قسمت تهیه شد. در لوله های شاهد، 10 لوله ذر دمای 25 درجه انکوبات شد و بعد از آن نماتد های نسل سوم از شن استخراج شد. 80 لوله باقی مانده وزن شده و پارافیلم پوشش دهی شده و در دمای طرح انکوبات شدند. هر 4 روز، لوله ها وزن شده و آب مقطر کافی به آن ها برای حفظ مقدار رطوبت شن به میزان 10 درصد افزوده شده و پارافیلم تعویض شد. لارو های نسل سوم از شن در 10 لوله تصادفی در هر هفته استحراح شده و تحت میکروسکوپ شمارش شدند. تعداد لارو های بدست امده در فرایند استخراج به صورت معرف تعداد لارو های نسل سوم باقی مانده در نظر گرفته شدند.
برای استخراج لارو های نسل سوم از شن، 40 میلی لیتر آب مقطر به لوله ازمایشی اعمال شده و منافذ با دستمال کاغذی 1 لایه پوشیده شده و پوشش پلاستیکی اصلاح شده بر روی آن ها قرار داده شد. لوله ها درون پتری دیش های 100 میلی متر مربعی واژگون شدند و 60 میلی لیتر آب مقطر به آن ها افزوده شد. لوله های واژگون در دمای 25 درجه به مدت 48 ساعت انکوبات شدند که بعد از آن خارج شده و لارو ها در دیش شمارش شدند

2.3.4 اثر دما بر بیماری زایی گونه EPN
بیماری زایی S. feltiae در پلیت های 24 چاهکی در سه رژیم دمایی ارزیابی شد. 20 لارو به آب مقطر 50 میکرولیتری در هر چاهگ افزوده شد. چاه خا دارای 3 گرم شن اتوکلاو شده با 1 درصد رطوبت بودند. 50 چاهک با لارو و 50 چاهک شاهد در هر رژیم دمایی تست شدند. در چاهک ها با پارافیلم مسدود شده و پلیت ها در رژیم طراحی شده برای سازکاری لارو ها به مدت 24 ساعت انکوبات شدند. حشره جایگزین G. mellonella ذر این ازمایش به دلیل نبود لارو مگس زیتون استفاده شذ. یک لارو G. mellonella به هر چاهک بعد از دوره سازگاری افزوده شده و پلیت ها پوشش دهی شده و به تیمار های دمایی خود بازگشتند. لارو ها هر 12 ساعت چک شدند . برای تعیین مرگ لاروی هر یک از آن ها بعد از نگه داشتن در دمای اتاق به مدت 10 دقیقه پروب شدند و در صورتی که پاسخ نمی داد به صورت مرده تلقی می شد. لارو های مرده با آب برای شست و شوی لارو های چسبیده شده اب کشی شده و در پتری دیش های تمیز با کاغذ صافی به مدت 5 روز دمای 25 درچه انکوبات شدند. و بعد از آن برای تعین وضعیت بیماری زایی تشریح شدند. لارو های زنده بعد از یک هفته با اب ابگشی شده و در پلیت های 24 چاهکی در دمای 25 درجه به مدت 7 روز دیگر انکوبات شده و پساز آن حشرات مرده برای تعیین وضعیت الودگی تشریح شدند.

2.4 تولید مثل نماتد در لارو های B. oleae
توانایی تولید مثلی S. feltiae درون B. oleae ارزیابی شد. 50 لارو نسل سوم در معرض 50 IJs/cm درون 10 کاپ پلاستیکی 30 میلی متری قرار داده شده، 5 بارو در هر کاپ قرار داده شده و در 25 سانتی گراد مورد بررسی قرار گرفتند. سوبسترا متشکل از ترکیب 1 به 1 شن غربال شده و خاک کلدان با رطوبت 10 درصد بودند. بعد از 2 روز، حشرات جمع اوری شده و بر روی وایت تراپ در دمای اتاق قرار داده شدند. در طی 3 هفته، شفیره های توسعه یافته به حشرات الوده کنار گذاشته شده و باقی مانده ها به صورت الوده در نظر گرفته شده و به مدت سه هفته برای جمع اوری نماتد های لاور نسل سوم استفاده شدند. شفیره های یکه از آن ها لارو های ایجاد نشده بود برای تعیین حضور EPN درون اجساد تشریح شدند.

2.5 تحلیل آماری
داده های کارایی، بقا و حساسیت با ANOVA( SAS 2002-2003) .و سپس مقایسه میانگین استیودنت، نویمن و کول تحلیل شدند.داده های جمع اوری شده از لارو های 3 میلی متر و بزرگ در در تحلیل ها در نظر گرفته شدند و لارو های کوچک تر هرگز در طی ازمایش ما الوده نشدند. ازمون T به مقایسه نرخ الودگی و بیماری میان زیتون ها و خاک برای هر تیمار EPN پرداخت. مرگ و میر G. mellonella و بقای S. feltiae در دما های مختلف از نظر مرگ و میر شاهد و بقا تصحیح شد. تست کای اسکور برای مقایسه الودگی و بیماری زاییS. Feltiae در دماهای مختلف استفاده شد. داده های ثبت شده به صورت درصد الودگی یا درصد بقا در معرض تبدیل ارک سینوس قبل از تحلیل قرار گرفت. میانگین های تبدیل نشده در همه اشکال نشان داده شده است.

مقاومت القا شده به آفات و پاتوژن ها در درختان

Induced resistance to pests and pathogens in trees

Abstract

Tree resistance can be enhanced by a variety of biotic and abiotic inducers, including nonpathogenic and pathogenic microbes, and herbivores, resulting in enhanced protection against further biotic injury. Induced resistance (IR) could be a valuable tool in sustainable pest management. IR has been actively studied in herbaceous plant species, and, in recent years, in woody plant species, and is fast emerging as an intriguing, eco-friendly concept for enhancing tree resistance. However, before application of IR becomes possible, there is a need to increase our knowledge of the mechanisms of defence in forest trees. A richer understanding of these phenomena will play a critical role in developing sustainable integrated pest management strategies. This review summarizes our current knowledge of IR in forest trees, focusing on inducible defence mechanisms, systemic induction of resistance and phytohormone signalling networks. We conclude by discussing the potential advantages and limitations of applying IR-based management tools in forest systems.

1 Introduction

In any plant–insect and plant–pathogen interaction there is a continuum of possible outcomes, ranging from extreme susceptibility to complete resistance. Plant resistance can be described on several mechanistic levels. These include basal resistance, parasite- and race-specific resistance (Jones & Dangl, 2006; Kiraly et al., 2007), age-related (ontogenetic) resistance (Develey-Rivie`re & Galiana, 2007), organ-specific resistance (Blodgett et al., 2007) and acquired or induced resistance (IR) (Agrawal et al., 1999). In its broadest sense, IR is a form of resistance caused by activation of the host plant’s own genetically programmed defence pathways, resulting in changes that diminish the effects of subsequent biotic attack (Agrawal et al., 1999; Hammerschmidt, 2007). IR elicited by microorganisms in plants to other pathogenic microorganisms has been recognized for over 100 yr (Chester, 1933). By contrast, knowledge of plant resistance induced by insect herbivores has had a much shorter history of < 40 yr (Green & Ryan, 1972).

Most of the current knowledge on plant defence mechanisms, particularly as they relate to IR, has been obtained through studies on herbaceous annuals or short-lived perennials. These include the model plant species, Arabidopsis thaliana, Cucumis sativus (cucumber), Lycopersicon spp. (tomato), Medicago truncatula, Nicotiana tabacum (tobacco), Oryza spp. (rice), Solanum spp. (potato) and Zea spp. (maize). Many comprehensive overviews have been published on IR in herbaceous plants (Karban & Baldwin, 1997; Agrawal et al., 1999; Gatehouse, 2002), but much less is known for trees, both angiosperms and gymnosperms. Tree and herbaceous species share common plant features but trees have certain unique features when compared with herbaceous plants. They are usually much larger, have much longer life spans (sometimes of millennia), characterized by life histories that have no equals among herbaceous model plants, and exhibit different architectural forms linked to secondary growth. Trees may be subject to different patterns of herbivore and pathogen pressure and require different modes of protection. In view of this, while we draw from the knowledge gained in the more studied herbaceous model species, findings from these models may not always apply to forest trees (Hammerschmidt, 2006).

Induced resistance has been well studied in many horticultural and agricultural systems and its application has proved effective (Vallad & Goodman, 2004; Walters, 2009). For example, the synthetic chemical primer⁄ activator, acibenzolar-S-methyl (trade name Actigard or Bion, Syngenta Crop Protection, Basel, Switzerland), has been successfully used as a broad-spectrum crop protectant in the past decade (Leadbeater & Staub, 2007). IR does not involve the manipulation of genes, therefore the societal issues that are associated with the use of genetically modified organisms are not relevant to IR tools. IR functions as a multilayered, highly integrated defence system, and therefore IR can be durable and effective against a wide spectrum of pests and pathogens (Vallad & Goodman, 2004). These features are of particular importance in trees that are long-lived and confined to a particular pest environment, often for decades and even centuries.

Current methods of pest and disease management in trees vary greatly (Eyles et al., 2008). They can range from the deployment of resistant material and pesticide application, through to the use of biological control and silvicultural management. In many cases, because of economic and environmental constraints, very little is done. While the development of tree protection methods based on IR mechanisms is still very much in its infancy, IR could provide alternative forms of protection in the future, either applied with other management tools or used alone. The use of IR has the potential to offer more eco-friendly options than current pesticides available for forest trees. In this review, we summarize findings from recent ecological and molecular studies on IR to both pests and pathogens in trees. In Section II, we describe the inducible defence mechanisms underlying IR, followed by a discussion on the systemic aspects of IR (Section III) and the phytohormone signalling networks that regulate IR (Section IV). In Section V, we highlight the large knowledge gaps that will need to be addressed in order to realize the potential offered by the application of IR in forest systems.