دانلود رایگان ترجمه مقاله آنالیز تطبیقی روش های آماده سازی نمونه برای رسیدگی به پیچیدگی متابولوم جریان خون – ACS 2012

مقالات انگلیسی و ترجمه های فارسی رایگان با فرمت PDF آماده دانلود رایگان میباشند

همچنین ترجمه مقاله با فرمت ورد نیز قابل خریداری و دانلود میباشد

مقاله انگلیسی رایگان (PDF)

ترجمه فارسی رایگان (PDF)

خرید ترجمه با فرمت ورد

فهرست مقاله:

چکیده
بخش تجربی
نتایج و بحث.
نتیجه گیری

بخشی از ترجمه فارسی مقاله:

برای اینکه با موفقیت با چالش کشف بیومارکر و فرضیه نسل روبرو شویم، روش های تکنولوژی محور مانند متابولومیک ها برای ارائه یک بررسی جامع (انگشت نگاری) همه متابولیت های با وزن مولکولی پایین (LMW) حاضر در سیستم سلولی و زیستی در یک لحظه معین لازم هستند. تکنیک های کروماتوگرافی مایع / اسپکترومتری جرمی (طیف سنجی جرمی) (LC-MS) به عنوان پایدارترین روش برای آزمایش بزرگترین تعداد متابولیت ها در نمونه های زیستی تایید شده اند؛ با این حال، جهانی سازی یک چالش سنگین است هنگامی که تیمارهای نمونه قبل از تجزیه و تحلیل مورد نیاز باشد. آماده سازی نمونه قبل از جداسازی کروماتوگرافی هنوز یک مرحله تحلیلی مستعد خطا و زمان بر است، به ویژه هنگامی که ماتریس های زیستی پیچیده مانند جریان های خون وجود داشته باشد. درنتیجه، در حال حاضر، هیچ تکنیک جهانی مناسب برای آماده سازی نمونه جریان خون بکار رفته برای انگشت نگاری متابولومیک وجود ندارد. از بین بردن پروتئین حداقل تیمار نمونه مورد نیاز قبل از تجزیه و تحلیل، برای حفظ سلامت سیستم LC-MS و کاهش شدید اثرات زمینه ( ماتریس ) است، و بطور معمول از طریق آماده سازی با حلال آلی ، از بین بردن پروتئین، ( با استفاده از حرارت یا اسید ) ، یا از طریق تکنیک های بر پایه غشا مانند تصفیه بسیار زیاد بدست آمده است. با وجود این، تکنیک های آماده سازی نمونه معمولی که انجام می شوند به حساب نمی آورند که، علاوه بر پروتئین ها، ترکیبات دیگر آندوژن ( درون زاد ) برای نمونه های زیستی یک چالش اصلی در روش های تحلیلی زیستی LC-ESI-MS هستند. بالاتر از همه، گونه های فسفولیپیدی ( بطور عمده گلیسروفسفوگلیکان ها ، فسفولپیدهای اصلی در پلاسما ) ممکن است در پوشش متابولیت LMW و تکرار پذیری ، به ویژه برای ترکیبات قطبی لطمه وارد کنند، بنابراین تنوع زیستی پنهان کنند. در غیاب گرادیان مناسب فاز متحرک ، آنها در ستون تحلیلی ( تسریع تخریب ستون) تجمع می یابند و به کندی از ستون در جریان های تحلیلی بعدی ، همراه با متابولیت های دیگر ( افزایش تدریجی خط پایه اختلال، القا اثرات زمینه، تغییر مشخصه های جداسازی) آزاد می شوند. فسفولیپیدها همچنین به علت سرکوب یونی و افزایش پدیده ها، برای اثر نامطلوب بر دقت جرم گونه های کمک شوینده ( به ویژه در ES+) ، برای تعامل با متابولیت های LMW دیگر و اغلب برای ارائه متغیرهای اختلال، با توجه به جنسیت قابل توجه آنها ، فردی یا حتی تنوع مربوط به زمان در خون شناخته شده اند. علی رغم این ملاحظات، حذف آنها از جریان های خونی قبل از تجزیه و تحلیل متابولیک بی هدف هنوز در بررسی نشده است.
هدف اصلی مطالعه حاضر بررسی اثرات مشترک و و روش های پیشنهادی جدیدبرای استخراج پلاسما و سرم، از طریق کاربرد یک qToF-MS بر پایه جریان متابولومیک است. اثرات سه حلال معمولی بر پایه روش های آماده سازی پروتئین، یک تکنیک بدون حلال بر پایه غشا، و ترکیب حلال پروتئین زدایی با حذف فسفولیپیدها از لحاظ کارایی استخراج، حداقل کردن اثرات زمینه، و تکرار پذیری استخراج، در چارچوب دو مطالعه متابولیسم تغذیه ارزیابی شدند. جنبه های عملی دیگر، مانند سرعت روش، پیچیدگی و سازگاری با خودکار شدن در نظر گرفته شدند. تجزیه و تحلیل داده های شیمومتری شامل مقایسه های روش داخلی مستقل، تجزیه و تحلیل ( متا ) درجه دوم در داخل روش، و تعریف ساختاری کمک کننده از لحاظ محاسبات رژیم غذایی مرتبط با نامزدهای بیومارکری می باشد.

بخش تجربی
یک بررسی اجمالی از آماده سازی نمونه و یک الگوی ( روند کار ) متابولیسمی بکار رفته برای تجزیه و تحلیل مقایسه ای در اطلاعات پشتیبان ( تکمیلی ) نشان داده شده است ( شکل S-1).
حلال ها و معرف ها. همه حلال های آبی با استفاده از آب بسیار خالص تهیه شده از یک سیستم Millipore Milli-Q گرادیانی A10 ( Millipore, Bedford, MA, USA) آماده شدند. HPLC بر پایه متانول، o-اسید فسفریک (85%)، و اسید فرمیک از شرکت شیمیایی Scharlau ( Barcelona, Spain ) خریداری شد، و LC-MS بر پایه استونیتریل 0.1% اسید فرمیک از Fluka خریداری شد. مواد شیمیایی زیر بطور تجاری تهیه شدند: D-L-کارنیتین، L-فنیل آلانین، L-تریپتوفان، گلیکوکنو دی اکسی کولیک اسید، گالیک اسید، اسید سیرینجیک، (-)-اپی کاتکین، لوسین، ایزولوسین، اسید پالمتیک، استیل کولین کلرید، استیل-L-کارنیتین هیدروکلرید، 1-O-پالمتیل-sn-گلیسرو-3-فسفوکولین، 1-O-استروئیل-sn-3- فسفوکولین، α-هیدروکسی بوتیریک اسید ( Sigma-Aldrich, St Louis, MO)، 4-هیدروکسی پوریک اسید ( PhytoLab GmbH & Co. KG)، و نارینجین( Extrasynthes, Genay, France).
مخلوط متابولیت 16 جزئی آبی. یک مخلوط استاندارد متابولیت 16 جزئی از ترکیبات مربوطه بیولوژیکی آماده شدند، که شامل سه اسید آمینه، دو کارنیتین، سه اسید آلی، دو آسیل گلیسین گونژوکه، یک استر از اسید استیک و کولین، یک اسید چرب، دو لیزوفسفاتیدیل کولین و دو ترکیب فلاونوئید ( جزئیات در اطلاعات تکمیلی آمده است ). مخلوط استاندارد برای کنترل کیفی داده ها، برای نظارت بر دقت جرم، زمان نگهداری، شدت سیگنال ها، و راندگی نهایی در حساسیت ابزاری ، و برای ارزیابی توانایی هر روش آماده سازی نمونه برای برجسته کردن اختلافات در میان نمونه های زیستی خشک شده ( نمونه های می ) ، خشک نشده، بطور مختلف خشک شده استفاده شده است.

بخشی از مقاله انگلیسی:

To successfully face the challenge of biomarker discovery and hypothesis generation, technology-driven approaches such as metabolomics are needed to provide a comprehensive overview (fingerprinting) of all the low-molecular-weight (LMW) metabolites present in a cellular or biological system at a given moment.1−3 Liquid chromatography/mass spectrometry (LC-MS) techniques have proven to be the most suitable for examining the largest number of metabolites in biosamples;4−6 however, globality is a massive challenge when sample treatments are needed prior to analysis. Sample preparation before chromatographic separation is still a timeconsuming and error-prone analytical step, particularly when managing complex biological matrices such as blood fluids.7,8 Consequently, at present, no universal technique suitable for blood fluid sample preparation applied to metabolomic fingerprinting exists.9 Deproteinization is the minimum sample treatment required prior to analysis, to preserve the LC-MS system integrity and drastically reduce matrix effects, and is commonly achieved by organic solvent precipitation,10−13 by protein denaturation (using heat or acids), or through membrane-based techniques such as ultrafiltration.7,14 Nevertheless, the conventional sample preparation techniques do not take into account that, besides proteins, other components endogenous to the biological samples are a primary challenge in LC-ESI-MS bioanalytical methods. Above all, phospholipid species (mainly glycerophosphocholines, the major phospholipids in plasma) might prejudice LMW metabolite coverage and reproducibility, particularly for polar compounds, thus masking biological variation. In the absence of proper mobile phase gradients, they accumulate in the analytical column (accel eration of column degradation) and are slowly released from the column in subsequent analytical runs, together with other metabolites (gradual increase of baseline noise, matrix effects induction, alteration of separation characteristics).15 Phospholipids are also known to cause ion suppression or enhancement phenomena, to adversely influence the mass accuracy of the coeluting species (particularly in ES+), to interact with other LMW metabolites,16 and to often represent noisy variables, given their significant gender-, individual- or even time-related variability in blood. Despite these considerations, their removal from blood fluids prior to untargeted metabolomic analysis has not been considered yet. The central objective of the present study was to investigate the effects of common and newly proposed methods for plasma and serum extraction, through the application of an LC-ESIqToF-MS-driven metabolomic workflow. The effects of three conventional solvent-based protein precipitation procedures, a membrane-based solvent-free technique, and the combination of solvent deproteinization with the removal of phospholipids were evaluated in terms of extraction efficiency, minimization of matrix effects, and extraction repeatability, in the framework of two nutrimetamolomic studies.17−19 Other practical aspects were also considered, such as method quickness, complexity, and compatibility with automation. Chemometric data analysis included independent intramethod comparisons, intermethod second-order (meta-)analysis, and the computationally assisted structural identification of diet-related biomarker candidates.

■ EXPERIMENTAL SECTION

An overview of the sample preparation and the metabolomic workflow applied for comparative analysis is shown in the Supporting Information (Figure S-1). Solvents and Reagents. All aqueous solutions were prepared using ultrapure water obtained from a Millipore Milli-Q Gradient A10 system (Millipore, Bedford, MA, USA). HPLC-grade methanol, o-phosphoric acid (85%), and formic acid were purchased from Scharlau Chemie S.A. (Barcelona, Spain), and LC-MS-grade acetonitrile 0.1% formic acid was purchased from Fluka. The following chemicals were obtained commercially: D-L-carnitine, L-phenylalanine, L-tryptophan, glycochenodeoxycholic acid, gallic acid, syringic acid, (−)-epicatechin, leucine, isoleucine, palmitic acid, acetylcholine chloride, acetyl-L-carnitine hydrochloride, 1-O-palmitoyl-snglycero-3-phosphocholine, 1-O-stearoyl-sn-glycero-3-phosphocholine, α-hydroxybutyric acid (Sigma−Aldrich, St Louis, MO), 4-hydroxyhippuric acid (PhytoLab GmbH & Co. KG), and naringenin (Extrasynthese, Genay, France). ̀ Aqueous 16-Component Metabolite Mix. An aqueous 16-component metabolite standard mix of biologically relevant compounds was prepared, including three amino acids, two carnitines, three organic acids, two acyl glycine conjugates, an ester of acetic acid and choline, a fatty acid, two lysophosphatidylcholines and two flavonoid compounds (details are given in the Supporting Information). The standard mix was used for data quality control, to monitor mass accuracies, retention times, signal intensities, and eventual drifts in instrumental sensitivity, and to evaluate the ability of each sample preparation method to highlight differences among unspiked, spiked, and differently spiked biological samples.