دانلود ترجمه مقاله راندمان بالای جداسازی پروتوپلاست از کشت های آزمایشگاهی گیاه میزا لانسیولاتا

• فهرست مطالب:

مقدمه
مواد و روش ها
مادۀ گیاهی
القای ریشۀ کرکی
القای کالوز
پروتوپلاست
نتایج
القای ریشۀ کرکدار
القای کالوز
جداسازی پروتوپلاست
جداسازی پروتوپلاست ازکالوز و مادۀ برگ
جداسازی پروتوپلاست از از ریشه های کرکی تراریخت
کیفیت پروتوپلاست ها

• بخشی از ترجمه:

M. lanceolata یک گیاه گرمسیری است که معمولا ساپونین های جالب توجه تولید میکند. ساپونین های Maesa آنتی آنژیوژنی قوی دارند که باعث میشود ساپونیها در درمان انواع خاص تومورها مفید واقع شوند. بااینحال، کشت M. lanceolata در گلخانه کار سختی است. به عنوان مثال، اکثر گیاهان گلدهی ندارند. برای حل مشکلات گلخانه ایی یا بیرونی ، انواعگوناگون کشت های آزمایشگاهی یعنی کشت های ریشه، کالوز و ریشۀ کرکدار را نصب کردیم. در حال حاضر، این کشتها برای تولید ساپونین بررسی میشوند. خطوط تولید مناسب upscale خواهند شد و برای شناسایی و تعیین کمیت ساپونین پرورش داده خواهند شد.مادۀ کشت بافت یا سلول در واقع ابزاری مفیدی برای تولید و شاخصه بندی متابولیت های ثانویۀ باارزش داروسازی میباشند(Vanisree و همکاران، ۲۰۰۴).مثلا، کشت های آزمایشگاهی ریشۀ  Catharanthus roseus برای تولید دو آلکالوئید تجاری ضد سرطان یعنی وینابلاستین و وینکریستین استفاده میشوند. کشت سلولی گونۀ Taxus برای تولید مقدار زیادی تاکسول آکالوئید استفاده میشوند. تاکسول یک  عامل داروسازی است که در درمان بسیاری از سرطان ثابت شده است. تاکسول در حال حاضر از طریق فرآیند نیمه سنتتیک و کشت سلول گیاهی بدست می آید(   Vongpaseuth و Roberts 2007). علاوه بر این، ساپونین های جنسینگ که به عنوان پیش برنده های سلامت و طول عمر شناسایی شده اند ومواد تشکیل دهندۀ عمدۀ بسیاری ازنوشیدنی های سالم و چای میباشند، از طریق کشت بافت P. ginseng تولید میشوند. کشت تعلیقی سلولهای جنسینگ با مقیاس بزرگ در سال ۱۹۷۲ توسط یاسودا و همکاران گزارش شد( یاسودا و همکاران، ۱۹۷۲).بعدها در دهۀ ۱۹۸۰، یکفرآیند کشتی با مقیاس صنعتی توسط شرکت نیتو دنکو (Ibaraki،اوساکا،ژاپن) بااستفاده از تخمیر کننده های مخزنی حرکتی(( stirred tank fermentors برای دستیابی به ۵۰۰ – ۷۰۰ mg l-1 یک روزه آغاز شد. 

• بخشی از مقاله انگلیسی:

Saponins are glycosides of steroidal or triterpenoid polycyclic structures with distinctive foaming characteristic. They are produced by a wide variety of plant species as a defence mechanism against fungal, insect or herbivore attack (Francis et al., 2002; Papadopoulou et al., 1999). Although in general saponins have strong haemolytic activity, several types have been shown to possess medicinal properties, e.g. the ginseng saponins from Panax ginseng (Sparg et al., 2004). Species of the genus Maesa (Maesaceae) produce sapo-nins that are potentially interesting for the pharmaceutical industry. M. lanceolata is used in traditional medicine as a cure for Leishmania, e.g. in Rwanda, but it is also used for fishing by several tribes in Congo (Bagalwa and Chifundera, 2007; Maes et al., 2004b;Sindambiwe et al., 1996). Bioassay guided fractionation of the methanol extract of dried leaves of M. lanceolata resulted in the isolation of a triterpenoid saponin mixture (Sindambiwe et al., 1996). This mixture had moderate virucidal and high haemolytic activity and showed a severe toxic effect on snails (Sindambiwe et al., 1998). Moreover, maesa saponins showed anti-angiogenic activity, which could be useful in the treatment of certain types of tumours (Apers et al., 2002). Currently, M. lanceolata is not cultivated and its medicinal uses are based on wild collecting. In the absence of conventional breeding facilities, methods based on in vitro tissue culture offer a valuable alternative to improve and manipulate the production of saponins. Here, we describe a highly efficient protoplast formation method for M. lanceolata, with the aim to generate a vehicle for transformation and somatic hybridisation. During the last decades, the isolation, fusion and culture of protoplasts has been described for a diverse range of plant species (Davey et al., 2005), including the saponin producing alfalfa (Medicago sativa) (Jin et al., 2003), common bulb onion (Alium cepa) (Karim and Adachi, 1997), camphor tree (Cinnamomum camphora) (Du and Bao, 2005), date palm (Phoenix dactylifera) (Chabane et al., 2007) and red cabbage (Brassica oleracea) (Chen et al., 2004). A few studies report a change in secondary metabolism after somatic hybridisation. One example is the formation of novel glycoalkaloids in somatic hybrids between cultivated and wild potato species. Fusion of protoplasts of Solanum brevidens and Solanum tuberosum led to production of secondary metabolites that were not found in both parents (Laurila et al., 1996). The same phenomenon was observed by Saverese and co-workers when analysing the glycoalkaloid content of somatic hybrids of S. tuberosum and Solanum bulbocastanum (Savarese et al., 2009). Previously, we developed method for the generation and conservation of hairy roots (Lambert et al., 2009). The objectives of this study were to establish M. lanceolata callus and shoot cultures, which can be used for in vitro propagation of this promising medicinal plant, to analyze protoplast yield starting from different types of in vitro cultures and to obtain fluorescent protoplasts that will facilitate the process of protoplast fusion and selection of fusion products. MATERIALS AND METHODS Plant material M. lanceolata seeds were collected in Moshi, Tanzania by Frank Mbago (Department of Botany, University of Dar-Es-Salaam). The seeds were rinsed in 70% (v/v) ethanol for 30 s and subsequently surface sterilized with a 70% (v/v) solution of a commercial disinfection product (Haz-tabs; Guest Medical, Kent, UK). After three washes with distilled water, the seeds were placed on Murashige-Skoog (MS) basal medium (Murashige and Skoog, 1962) supplemented with 0.8% (w/v) agar (Lab M plant tissue culture agar MC29, Amersham) and 3% (w/v) sucrose (with pH 5.8). Seeds were germinated in a 16/8 h light/dark photoperiod at 26°C. Hairy root induction M. lanceolata hairy roots were induced using Agrobacterium rhizogenes (strain LBA 9402/12) transformation on leaf discs. For the selection of the transgenic material, GFP was used as a visible marker.

دانلود رایگان مقاله انگلیسی

خرید ترجمه فارسی مقاله